Концентрация и состав циркулирующих адипоцитарных везикул у больных с полипами толстой кишки и колоректальным раком

Полный текст

ВВЕДЕНИЕ

У большинства больных колоректальным раком (КРР) опухоль развивается на фоне так называемого «метаболически здорового ожирения» или метаболического синдрома (более чем у 70% больных), ключевым патогенетическим моментом которого является гиперинсулинемия. Сходные метаболические изменения также характерны для больных с полипами толстой кишки, а в случае развития аденоматозных полипов или ворсинчатых аденом толстой кишки такие гистологические находки однозначно трактуются как предраковые изменения [1, 2]. Внеклеточные везикулы (ВВ) представляют собой гетерогенную популяцию мембранных частиц размером менее 1 мкм, секретируемую различными типами клеток. Большинство циркулирующих в крови человека ВВ являются частицами тромбоцитарного, лейкоцитарного, эритроцитарного и эндотелиального происхождения. Доказательства наличия в циркуляции ВВ адипоцитарного происхождения в крайне незначительном количестве у практически здоровых людей представлены в работах Catherine и соавт. [3] и Callie и соавт. [4]. Состав циркулирующих адипоцитарных ВВ при различных патологических состояниях практически не изучен, а большинство работ по этой тематике выполнены на моделях in vitro [3]. Везикулы различного состава могут секретироваться как адипоцитами, так и стромальными клетками жировой ткани. Предлагаемые кандидаты-маркеры везикул адипоцитарного происхождения (ý- рецепторы, активируемые пролифераторами пероксисом (PPAR ý), белок, связывающий жирные кислоты 4 (FABP4), преадипоцитарный секреторный фактор (PREF1) и перилипин 1 не являются строго специфичными для клеток жировой ткани, синтезируются также некоторыми иммунными клетками, в том числе макрофагами жировой ткани [3–7]. Таким образом, с использованием вышеперечисленных маркеров удается обычно выделить смешанную фракцию адипоцитарных и моноцитарно-макрофагальных ВВ.

Целью исследования было изучение концентрации и состава циркулирующих адипоцитарных везикулах у больных с метаболическими нарушениями и без метаболических нарушений.

МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ

Для решения поставленных задач была сформирована группа больных КРР n = 20

 (13 женщин и 7 мужчин, T_2-4N_0-2M₀, средний возраст 59.6 ± 1.60 лет), имеющих метаболический синдром или метаболически здоровое ожирение по критериям IDF (2007). Измерялись и рассчитывались антропометрические параметры: обхват талии, обхват бедер, индекс массы тела. Уровень глюкозы, общего холестерина, холестерина ЛПВП, холестерина ЛПНП и триглицеридов в плазме крови исследовали на биохимическом анализаторе Torus 1220, Dixion (Россия) после 16-часового голодания. Индекс инсулинорезистентности рассчитывался по формуле: HOMA-IR = уровень глюкозы натощак (ммоль/л) х уровень инсулина натощак (мкЕд/мл)/22.5. В качестве групп сравнения были сформированы группы больных с аденоматозными полипами или ворсинчатыми аденомами толстой кишки с метаболическим синдромом или метаболически здоровым ожирением (ПТК) (n = 15, 8 мужчин и 7 женщин, средний возраст 54.2 ± 2.20 года) и группа больных КРР с нормальной массой тела (n = 10, 5 мужчин и 5 женщин, T_2-4N_0-2M₀, средний возраст 60.6 ± 1.91 лет), не имеющих метаболических нарушений. Всем пациентам проводилась магнитнорезонансная томография на МРT-сканере MAGNETOM ESSENZA 1,5 T (Siemens, Эрланген, Германия) с поверхностно-фазированной катушкой Body Matrix и эндоскопическое исследование с забором материала для гистологического исследования.

Изоляция ВВ. Малые ВВ из плазмы крови больных выделены методом ультрафильтрации с двойным ультрацентрифугированием (ультрацентрифуга OptimaXP, Beckman Coulter). Фракционирование клеток крови (около 18 мл венозной крови, стабилизированной ЭДТА) выполнялось на высокоскоростной центрифуге с угловым ротором при 4 °C в течение 20 мин при ускорении 1000g (TGL-24MC, Drawell, Китай). Полученную при первом центрифугировании плазму повторно центрифугировали при 4°C, 20 мин, 13000g. Супернатант разводилия PBS и фильтровали через фильтры с диаметром пор 220 нм (Minisart high flow 16553-K, Sartorius, Германия). Фильтрат подвергался ультрацентрифугированию дважды на ультрацентрифуге с бакет-ротором (Optima XPN 80, Beckman Coulter, США), 4°C, 90 мин, 100 000g. Полученные аликвоты малых ВВ хранили при –80°C.

Электронная микроскопия, NTA анализ и проточная цитометрия. Для подтверждения морфологии выделенных частиц проводилась трансмиссионная электронная микроскопия. Изолированные частицы адсорбировались в течение 1 мин на медных сетках, покрытых карбонизированной пленкой. Затем сетки подвергались воздействию в течение 5-10 сек 0.5% уранилацетата. Препараты были изучены на микроскопе Jem1400 (Jeol, Япония). Распределение и концентрация выделенных везикул изучены с помощью метода анализа траекторий наночастиц (nanoparticle tracking analysis, NTA) с использованием прибора NanoSight LM10 (Malvern Instruments, Великобритания). Для оптимизации измерений образцы везикул разводились PBS в пропорциях 1:100, 1:1000 и 1:10000. Анализировались средний гидродинамический диаметр (размер везикул, их распределение) и концентрация везикул. Для подтверждения везикулярной природы выделенных частиц исследовали уровень тетраспанинов CD81, СD63 и гликопротеина CD24 методом проточной цитометрии с использованием методологии сорбции везикул на латексных частицах. Цитометрия выполнена на приборе Cytoflex (Beckman Coulter, США), полученные данные анализировались с помощью программы CytExpert 2.0 Software. Медиана интенсивности флуоресценции (MFI) ВВ была проанализирована по сравнению с изотипическими и отрицательными контролями.

Оценка белка в препаратах ВВ. В работе использовался флюориметрический метод оценки белка с флюорескамином (https://assets.thermofisher.com/TFS-Assets/CAD/manuals/Fluorescamine-protocol.pdf). Для определения белка 10 мкл препаратов везикул смешивали с 3 мкл лизирующего буфера (0.25 М Tris-HCl, 8%SDS, 0.2M DTT, pH6,8) на льду (10 мин), кипятили при 95 градусов в течение 10 мин. После центрифугирования при 12000 g в течение 10 мин весь надосадок смешивали с 3 мкл раствора флюорескамина (3 мг/мл, CAS 38183, BLD Pharm, Shanghai, China) в DMSO. Измерение проводили на ридере Agilent BioTek Cytation 1 Cell Imaging Multimode Reader (Biotek, CША), длина волны возбуждения — 365 нм, длина волны эмиссии — 470 нм. Предварительно строили калибровку с использованием водных стандартов трипсина (трипсин кристаллический порошок лиофил., 10мг фл, Россия).

Иммунопреципитация везикул и Вестерн блоттинг. Для исследования состава циркулирующих адипоцитарных везикул выполнена иммунопреципитация на предварительно отмытых в PBS альдегидных латексных частицах, покрытых антителами к FABP4 и СD11b. Пять микролитров 3×10⁵ альдегид-сульфатных латексных частиц диаметром 4 мкм (4%, A37304, “Invitrogen”, США) отмывали дважды по 100 мкл 0.1M MES-буфером pH 5.5 (3000g, 15 мин, комнатная температура) и ресуспендировали в 25 мкл MES-буфера. Затем к частицам добавляли по 3 мкг моноклональных антител против CD11b (E-AB-F10081A, Elabscience, USA) и FABP-4 (FAB693Hu01, Cloud-Clone Corp., Китай) и инкубировали при комнатной температуре в течение 14 ч при перемешивании. Аликвоты выделенных из крови ВВ (около 35 мкг белка) инкубировали с комплексами антитело-латексные частицы (3 мкл отмытых комплексов) при комнатной температуре в течение 2 ч, шейкер 400 rpm. Далее образцы центрифугировали при 600g, 4С, 15 мин. Фракции в осадках представляли собой иммунопреципитированные ВВ моноцитарно-макрофагатьного происхождения и общую фракцию FABP4-позитивных ВВ плазмы крови. Эти фракции и супернатант ВВ после удаления СD11b-позитивных ВВ были лизированы (0.05 М Tris-HCl, pH 7.4; 0.15 М NaCl, 1% Triton X-100, 1% SDS) в присутствии смеси ингибиторов протеолиза (леупептин, пепстатин, апротинин) в течение полутора часов, при +4°C, далее образцы подвергали обработке ультразвуком на установке Sonopuls mini20 (Банделин, Германия) с ультразвуковым датчиком MS1 в течение 90 сек. во льду. После центрифугирования (13 000 g, 15 мин), экстракты протеинов были нормализованы по белку. Электрофорез проводился в 12.5% SDS-PAAG, для нанесения использовался стандартный нередуцирующий буфер. Разделенные электрофорезом белки переносили на PVDF мембрану (Immobylon, Millipore, США). Мембрану блокировали 1X раствором iBind (Invitrogen, США). Окрашивание первичными и вторичными антителами выполнено с использованием устройства iBind Western Device (Thermo Scientific, США) в течение 3-3.5 ч [8]. В работе использовали следующие моно- и поликлональные антитела: антитело к CD63 (СSB-MA004950A0, Cusabio, Китай) разведение 1:3000), антитело к FABP4 (MA5-29255, Invitrogen, CША) разведение 1:2000, антитело к PPAR gamma (AF6284, Affinity Biosc., Китай) разведение 1:2000, антитело к перилипину 1 (DF7602, Affinity Biosc., Китай) разведение 1:2000, HRP-коньюгированные антикроличьи и антимышиные антитела (Cloud-Clone Corp., Китай), разведение 1:3000. Далее мембрану инкубировали с системой детектирования Affinity ECL субстрат для Вестерн блоттинга (KF8001, Affinity Biosc., Китай). Визуализацию осуществляли на системе ChemiDoc Touch (Bio-Rad, США). Плотность полос оценивали с помощью компьютерной программы ImageLab. Полученные результаты стандартизировали по уровню CD63 в ВВ и уровню соответствующих протеинов в ВВ больных с полипами толстой кишки с метаболическими нарушениями. В качестве стандарта молекулярной массы использовали MagicMark XP Western Protein Standard (LC5603, Life Technologies, США).

Статистическая обработка.

Для всех видов анализа статистически значимыми считались различия при уровне значимости р < 0,05. Проверка нормальности распределения исследуемых выборок проводилась с использованием критерия Шапиро–Уилка. В таблице и на рисунках данные представлены как медианы с интерквартильным размахом. Для оценки значимости различий в выборках использовал критерий Краскал–Уоллиса.

РЕЗУЛЬТАТЫ ИССЛЕДОВАНИЯ

Выделенные ВВ при трансмиссионной электронной микроскопии визуализировались как округлые мембранные структуры размером не более 220 нм. Также в препаратах присутствовали немембранные структуры обычно размером не более 100 нм — “не-везикулы”. Выделенные везикулы экспрессировали CD9, СD81, CD63, CD24. Средняя концентрация циркулирующих ВВ у больных ПТК и КРР значимо не отличалась и составила 25.1 ± 2.33 × 10⁹ и 24.0 ± 4.92 × 10⁹ частиц/мл крови, соответственно. Cредний размер везикул у больных ПТК с полипами составил 95.3±11.1 нм, у больных КРР — 96.2 ± 9.70 нм (рис. 1).

 

Рис. 1. Идентификация изолированных ВВ. (a) — ТЭМ показала наличие везикул с типичной морфологией и отсутствие везикул размером более 220 нм. На вставках показаны малые ВВ. Масштабные линии соответствуют 100 нм. Электронная микроскопия, отрицательное окрашивание уранилацетатом; (b) — данные анализа NTA для ВВ, изолированных из плазмы крови больных КРР и ПТК (CRC and CP). Ось абсцисс представляет собой размер частиц (нм), ось ординат — концентрацию частиц (частиц/мл), вспомогательная ось — кумулятивная частота (%). (c) — Экспрессия CD63, CD81 и CD24 на CD9-положительных sEV КРР и ПТК плазмы крови. Показаны репрезентативные средние значения интенсивности флуоресценции (MFI), каждое измерение выполнялось трижды. Для изотипического контроля (гистограмма справа) меченные комплексы частицы-антитело к CD9-sEV инкубировали с мышиным FITC IgG1 контрольным изотипом или FITC IgG2a контрольным изотипом. Показан один из репрезентативных изотипических контролей. В качестве отрицательного контроля к латексным частицам, меченным антителами CD9 (гистограмма слева), ничего не добавляли. Так же ставили отрицательный контроль, когда покрытые частицы инкубировали с антителами, коньюгированными с FITC без добавления везикул (гистограмма в центре).

 

Образцы ВВ пяти больных из всех групп были использованы для анализа концентрации, среднего размера везикул и общего белка во фракциях ВВ до иммунопреципитации, в супернатантах после иммунопреципитации на анти-CD11b латексных частицах и после последовательной иммунопреципитации на анти- CD11b и анти-FABP4 латексных частицах (рис. 2). Максимальная концентрация везикул отмечена у больных КРР с метаболическим синдромом. Концентрация везикул у больных с ПТК c метаболическим синдромом практическим в 2 раза ниже, а у больных с КРР без метаболических нарушений — в 8 раз ниже по сравнению с больными с КРР с синдромом, p < 0.05, n = 5 (рис. 2а). Во всех группах концентрация везикул несколько снижалась при удалении везикул моноцитарно-макрофагального ряда методом иммунопреципитации и далее снижалась крайне незначительно после удаления из супернатанта еще и FABP4-позитивных ВВ. Аналогичная динамика выявлена и для белка ВВ (рис. 2c).

 

Рис. 2. Концентрация, размер ВВ и уровень общего белка во фракциях и супернатанте при иммунопреципитации. (a) — концентрация ВВ в препаратах: 1 — до иммунопреципитации, 2 — в супернатанте после иммунопреципитации CD11b-позитивных ВВ, 3 — в супернатанте после последовательной иммунопреципитации CD11b-позитивных и FABP4-позитивных ВВ у больных КРР с метаболическими нарушениями (CRC+МS) (темные боксы), у больных ПТК с метаболическими нарушениями (СP+MS) (штрихованные боксы), и больных КРР без метаболических нарушений (CRC without MS) (светлые боксы). * — различия достоверны по сравнению с концентрацией ВВ у больных CP+MS и CRC without MS, p < 0.05. (b) — средний размер везикул у больных в супернатантах до и после иммунопреципитации; (с) — концентрация белка в образцах ВВ больных в супернатантах до и после иммунопреципитации, ** — различия достоверны по сравнению с концентрацией белка в везикулах у больных CRC without MS, p < 0.05. (d) — данные анализа NTA в образцах циркулирующих ВВ больных до иммунопреципитации (слева) и после иммунопреципитации СD11b-позитивных ВВ (справа). Ось абсцисс представляет собой размер частиц (нм), ось ординат — концентрацию частиц (частиц/мл), вспомогательная ось — кумулятивная частота (%).

 

После удаления везикул моноцитарно-макрофагального происхождения фракции по размеру становятся более гомогенными по размеру частиц (рис. 2d), а средний размер везикул несколько уменьшался у больных с ПТК с метаболическими нарушениями и у больных КРР без метаболических нарушений. До иммунопреципитации средний размер везикул у больных ПТК с метаболическими нарушениями и у больных КРР без метаболических нарушений составил 95.3 ± 11.0 нм и 106.7 ± 6.04 нм, соответственно, а после иммунопреципитации — 77.7 ± 4.00 нм и 91.7 ± 5.02 нм, соответственно, p < 0.05, n = 5. В тоже время, у больных КРР с метаболическими нарушениями средний размер везикул до и после иммунопреципитации практически не изменился, 91.0 ± 2.51 нм и 92.7 ± 3.05 нм, соответственно, p > 0.05, n = 5 (рис. 2d).

Уровень FABP4, перилипина 1 и PPAR-ý во фракциях циркулирующих ВВ у больных с метаболическими нарушениями и без них представлен на рисунке 3. Видно, что все фракции циркулирующих везикул содержат комплекс адипоцитарных маркеров (FABP4, PPARý и перилипин 1). Необходимо отметить, что преципитированные на CD11b-покрытых частицах ВВ моноцитарно-макрофагального происхождения у больных КРР без ожирения характеризовались сочетанной гиперэкспрессией FABP4 и перилипина 1, в то время как для больных КРР с метаболическим синдромом или ожирением о такая гиперэкспрессия была нехарактерна (рис.3b). Истинно адипоцитарные везикулы, как мы полагаем, находятся преимущественно в препаратах после удаления из них везикул моноцитарно-макрофагального происхождения. Эта фракция характеризовалась наличием у всех больных комплекса адипоцитарных маркеров с преимущественной экспрессией в ней FABP4 как у больных с метаболическим синдромом/метаболически здоровым ожирением, так и больных без метаболических нарушений (рис. 3с).

 

Рис. 3. Уровни FABP4, перилипина-1 и PPAR-ý во фракциях циркулирующих ВВ после иммунопреципитации ВВ на латексных частицах, покрытых антителами к FABP4 (a), к CD11b (b) и в супернатанте после удаления ВВ моноцитарно-макрофагального происхождения (c) у больных КРР без метаболических нарушений (светлые столбцы) и КРР с метаболическими нарушениями (штрихованные столбцы) по сравнению с больными с полипами толстой кишки с метаболическими нарушениями (CP). RU — условные единицы. Дорожки 1, 2, 3 — больные КРР без метаболических нарушений, 4-7 — больные КРР с метаболическими нарушениями, 8-10 — полипы толстой кишки с метаболическими нарушениями (3а, 3b). Дорожки 1, 2 — больные КРР без метаболических нарушений, 3-5 — больные КРР с метаболическими нарушениями, 6-7 — полипы толстой кишки с метаболическими нарушениями (3с). Вестерн блоттинг. * — различия достоверны по сравнению с группой больных КРР без метаболических нарушений, p < 0.05, n = 20.

 

ОБСУЖДЕНИЕ РЕЗУЛЬТАТОВ

Проблема как качественной, так и количественной идентификации циркулирующих ВВ адипоцитарного происхождения обусловлена, с одной стороны, известным фактом, что несколько типов клеток жировой ткани, включая адипоциты, макрофаги, мезенхимальные стволовые клетки и эндотелиальные клетки жировой ткани секретируют везикулы, которые, в свою очередь, действуют паракринным или эндокринным образом, опосредуют межклеточные и межорганные взаимосвязи [9]. С другой стороны, ранее было показано, что неассоциированные с жировой тканью моноциты и макрофаги, например, макрофаги ткани легких, селезенки, макрофаги атеросклеротических бляшек, а также, например, высокоспециализированные клетки крипт тонкого кишечника — клетки Панета также экспрессируют классические адипоцитарные маркеры, везикулы от которых могут находиться в циркуляции [10–12].

Аналогичная предлагаемой методика ранее использовалась для характеристики ВВ адипоцитарного происхождения, находящихся в циркуляции у человека, где были представлены убедительные данные, что сочетание CD9, FABP4, PPAR-ý, адипонектина и перилипина 1 в выделенных из плазмы крови ВВ с наибольшей вероятностью детектирует именно ВВ адипоцитарного происхождения [3]. FABP4 является переносчиком жирных кислот, который преимущественно экспрессирован на адипоцитах и макрофагах. Он связывает длинноцепочечные жирные кислоты и ретиноевую кислоту, а также транспортирует их в ядро. FABP4 является популярным и часто используемым маркером ВВ адипоцитарного происхождения, имеющим определенные преимущества перед другими кандидатными маркерами (адипонектин, PPAR-ý, перилипин 1) такие как, высокая концентрация и поверхностная локализация маркера на ВВ, позволяющая использовать удобный и высокопроизводительный метод проточной цитометрии для детекции таких везикул [4, 13, 14]. Хотя нельзя исключать, что FABP4 как секретируемый белок, присутствующий в плазме крови в растворимом виде, сорбируется также в так называемой “короне” ВВ [4]. Анализ ВВ, выделенных из ex vivo культур эксплантатов жировой ткани человека, выявил как адипонектин-положительные, так и адипонектин-отрицательные подгруппы с помощью дифференциального ультрацентрифугирования в сочетании с иммуноблоттингом. Однако, поскольку адипонектин в везикулах детектировался иммуноблоттингом, остается неизвестным, находится ли адипонектин на поверхности или внутри адипоцитарных ВВ [15, 16]. Уровень циркулирующих ВВ, позитивных по перилипину 1 резко увеличился как у мышей с диет-индуцированным ожирением, так и у пациентов с ожирением. Кроме того, у людей с ожирением уровень перилипин-позитивных циркулирующих ВВ положительно коррелировал с уровнем инсулина в плазме и индексом инсулинорезистепнтности HOMA-IR. Это также нацеливает в перспективе на возможность использования перилипин-1-позитивных ВВ как биомаркера инсулинорезистентности, однако этот маркер может быть определен только иммуноблоттингом [6]. Используя FABP4 в качестве маркера для идентификации адипоцитарных ВВ в кровотоке, Hubal и соавт. обнаружили, что содержание микроРНК в циркулирующих адипоцитарных ВВ, нацеленных на различные гены в каноническом пути передачи сигналов, опосредованного рецептором инсулина, значительно изменилось через 1 год после бариатрической хирургии. Эти изменения были связаны с уменьшением инсулинорезистентности, что позволяет предположить, что FABP4-положительные ВВ могут быть полезны для мониторинга метаболического статуса пациентов с ожирением после хирургического вмешательства [14].

Фракция супернатанта ВВ после удаления из нее CD11b- позитивных ВВ в нашем исследовании с большой долей вероятности представляет фракцию, содержащую ВВ преимущественно адипоцитарного происхождения. Cудя по полученным данным в этой фракции во всех клинических группах уровень FABP4 был несколько выше по сравнению с другими адипоцитарными маркерами, однако все изученные адипоцитарные маркеры присутствовали в этой фракции ВВ (рис.3с). При анализе фракции СD11b-иммунопреципитированных ВВ выявлено, что также у всех пациентов эта фракция содержит комплекс маркеров FABP4, перилипин 1 и PPAR-ý, однако соотношение белков различно. У больных КРР с нормальной или сниженной массой тела уровень FABP4 в этой фракции в 24 раза выше по сравнению с больными с ПТК с метаболическим синдромом или ожирением и практически в 19 раз выше по сравнению с КРР с метаболическим синдромом или ожирением (рис. 3b). Из этого следует, что у больных без метаболических нарушений, по-видимому, для более корректной характеристики циркулирующих ВВ сначала из препаратов ВВ необходимо удалить методом иммунопреципитации или аналогичными методиками фракцию CD11b-позитивных моноцитарно-макрофагальных ВВ, а в супернатанте после удаления/cорбции преципитированных ВВ можно изучать состав адипоцитарных везикул, например, используя предлагаемый набор маркеров. Причем у больных с метаболическими нарушениями с учетом незначительной экспрессии FABP4 в составе CD11b-иммунопреципитированных ВВ, по-видимому, предварительная деплеция препаратов везикул не столь необходима.

При выполнении проточной цитометрии с укрупнением везикул на латексных или магнитных частицах для изучения циркулирующих адипоцитарных везикул наиболее перспективно и логично использовать покрытые антителами к FABP4 частицы или при работе по методологии прямой детекции ВВ — после выполнения калибровки с калибровочными частицами — окрашивать ВВ комплексом антител, включающим FABP4 antibody, как в исследовании Gustafson с соавт. [4].

ВКЛАДЫ АВТОРОВ

Идея работы и планирование эксперимента (Н.В.Ю., И.В.К.), сбор данных (О.В.Ч., К.Д.Н., А.Ю.Д.), обработка данных (Д.А.С., Е.С.К.), экспериментальные работы (Е.С.К., Н.В.Ю., Д.А.С., Е.А.С., А.Е.Г.) написание и редактирование манускрипта (Н.В.Ю., И.В.К.).

СОБЛЮДЕНИЕ ЭТИЧЕСКИХ СТАНДАРТОВ

Исследование проведено в соответствии с Хельсинкской декларацией и одобрено Этическим комитетом НИИ онкологии Томского НИМЦ (протокол №5 от 10 февраля 2019 г.). Информированное согласие было получено от всех пациентов, участвовавших в исследовании.

ИСТОЧНИКИ ФИНАНСИРОВАНИЯ

Исследование выполнено за счет гранта Российского научного фонда № 23-25-00085, https://rscf.ru/project/23-25-00085/

КОНФЛИКТ ИНТЕРЕСОВ

Авторы декларируют отсутствие явных и потенциальных конфликтов интересов, связанных с публикацией данной статьи.

БЛАГОДАРНОСТИ

Авторы приносят благодарность Татьяне Александровне Штам, старшему научному сотруднику группы клеточных и биомедицинских технологий НИЦ “Курчатовский институт”, ПИЯФ, Санкт-Петербург, канд биол. наук за выполнение блока работы анализ траектории частиц выделенных везикул.

Об авторах

Н. В. Юнусова

Сибирский Государственный Медицинский Университет, кафедра биохимии и молекулярной биологии с курсом клинической лабораторной диагностики

Email: svarovsky.d.a@gmail.com
Россия, Томск

Д. А. Сваровский

Сибирский Государственный Медицинский Университет, кафедра биохимии и молекулярной биологии с курсом клинической лабораторной диагностики

Автор, ответственный за переписку.
Email: svarovsky.d.a@gmail.com
Россия, Томск

Е. С. Колегова

НИИ онкологии Томского НИМЦ

Email: svarovsky.d.a@gmail.com
Россия, Томск

О. В. Черемисина

НИИ онкологии Томского НИМЦ

Email: svarovsky.d.a@gmail.com
Россия, Томск

Д. Н. Костромицкий

НИИ онкологии Томского НИМЦ

Email: svarovsky.d.a@gmail.com
Россия, Томск

И. В. Кондакова

НИИ онкологии Томского НИМЦ

Email: svarovsky.d.a@gmail.com
Россия, Томск

Е. А. Сиденко

НИИ онкологии Томского НИМЦ

Email: svarovsky.d.a@gmail.com
Россия, Томск

А. Ю. Добродеев

НИИ онкологии Томского НИМЦ

Email: svarovsky.d.a@gmail.com
Россия, Томск

А. Е. Григорьева

Институт химической биологии и фундаментальной медицины СО РАН

Email: svarovsky.d.a@gmail.com
Россия, г. Новосибирск

Список литературы

Дополнительные файлы