Activation of bacterial F-ATPase by LDAO: deciphering the molecular mechanism

Cover Page

Cite item

Full Text

Open Access Open Access
Restricted Access Access granted
Restricted Access Subscription Access

Abstract

Proton FOF1-ATP synthase catalyzes the formation of ATP from ADP and inorganic phosphate coupled with transmembrane proton transfer using the energy of the proton motive force (pmf). As pmf falls, the direction of the reaction is reversed and the enzyme generates pmf, transferring protons across the membrane using the energy of ATP hydrolysis. The ATPase activity of the enzyme can be suppressed by ADP in a non-competitive manner (ADP-inhibition), and in a number of bacteria can be inhibited by the conformational changes of subunit ε regulatory C-terminal domain. Lauryldimethylamine oxide (LDAO), a zwitterionic detergent, is known to attenuate both aforementioned inhibitory mechanisms, stimulating a significant increase in the enzyme's ATPase activity. For this reason, LDAO is sometimes used for the semi-quantitative estimation of these regulatory mechanisms. However, the binding site of LDAO on ATP synthase remains unknown. The mechanism by which the detergent counteracts ADP-inhibition and inhibition by the ε subunit is also unclear. We performed molecular docking and predicted that LDAO binding might occur at the catalytic sites of ATP synthase, whether empty or containing nucleotides. Molecular dynamics simulations showed that LDAO could affect the mobility of a loop in the β subunit (residues β404-415 in Escherichia coli ATP synthase) near the catalytic site. Mutagenesis of the β409 residue in E. coli enzyme and the corresponding β419 residue in Bacillus subtilis ATP synthase revealed that the side chain type of this residue indeed affects LDAO-dependent stimulation of ATPase activity. We also found that LDAO activates the enzyme more strongly in the presence of 100 mM sulfate compared to sulfate-free media. This phenomenon is likely due to the enhancement of ADP-inhibition of the enzyme by sulfate.

About the authors

S. M. Bruman

Lomonosov Moscow State University

Email: feniouk@belozersky.msu.ru

Faculty of Bioengineering and Bioinformatics

Russian Federation, 119234 Moscow

V. M. Zubareva

Lomonosov Moscow State University; Lomonosov Moscow State University

Email: feniouk@belozersky.msu.ru

Faculty of Bioengineering and Bioinformatics, Belozersky Institute of Physico-Chemical Biology

Russian Federation, 119234 Moscow; 119992 Moscow

T. E. Shugaeva

Lomonosov Moscow State University

Email: feniouk@belozersky.msu.ru

Faculty of Bioengineering and Bioinformatics

Russian Federation, 119234 Moscow

A. S. Lapashina

Lomonosov Moscow State University; Lomonosov Moscow State University

Email: feniouk@belozersky.msu.ru

Faculty of Bioengineering and Bioinformatics, Belozersky Institute of Physico-Chemical Biology

Russian Federation, 119234 Moscow; 119992 Moscow

B. A. Feniouk

Lomonosov Moscow State University; Lomonosov Moscow State University

Author for correspondence.
Email: feniouk@belozersky.msu.ru

Faculty of Bioengineering and Bioinformatics, Belozersky Institute of Physico-Chemical Biology

Russian Federation, 119234 Moscow; 119992 Moscow

References

  1. Zubareva, V. M., Lapashina, A. S., Shugaeva, T. E., Litvin, A. V., and Feniouk, B. A. (2020) Rotary ion-translocating ATPases/ATP synthases: diversity, similarities, and differences, Biochemistry (Moscow), 85, 1613-1630, doi: 10.1134/S0006297920120135.
  2. Stewart, A. G., Laming, E. M., Sobti, M., and Stock, D. (2014) Rotary ATPases – dynamic molecular machines, Curr. Opin. Struct. Biol., 25, 40-48, doi: 10.1016/j.sbi.2013.11.013.
  3. Watanabe, R. (2013) Rotary catalysis of FOF1-ATP synthase, Biophysics, 9, 51-56, doi: 10.2142/biophysics.9.51.
  4. Junge, W., and Nelson, N. (2015) ATP synthase, Annu. Rev. Biochem., 84, 631-657, doi: 10.1146/annurev-biochem-060614-034124.
  5. Walker, J. E. (2013) The ATP synthase: the understood, the uncertain and the unknown, Biochem. Soc. Transact., 41, 1-16, doi: 10.1042/BST20110773.
  6. Feniouk, B. A., and Yoshida, M. (2008) Regulatory mechanisms of proton-translocating FOF1-ATP synthase, Results Problem Cell Differ., 45, 279-308, doi: 10.1007/400_2007_043.
  7. Lapashina, A. S., and Feniouk, B. A. (2018) ADP-inhibition of H+-FOF1-ATP synthase, Biochemistry (Moscow), 83, 1141-60, doi: 10.1134/S0006297918100012.
  8. Feniouk, B. A., Suzuki, T., and Yoshida, M. (2006) The role of subunit epsilon in the catalysis and regulation of FOF1-ATP synthase, Biochim. Biophys. Acta, 1757, 326-338, doi: 10.1016/j.bbabio.2006.03.022.
  9. Gledhill, J. R., Montgomery, M. G., Leslie, A. G. W., and Walker, J. E. (2007) How the regulatory protein, IF1, inhibits F1-ATPase from bovine mitochondria, Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 104, 15671-15676, doi: 10.1073/pnas.0707326104.
  10. Lötscher, H. R., deJong, C., and Capaldi, R. A. (1984) Interconversion of high and low adenosinetriphosphatase activity forms of Escherichia coli F1 by the detergent lauryldimethylamine oxide, Biochemistry, 23, 4140-4143, doi: 10.1021/bi00313a020.
  11. Dunn, S. D., Tozer, R. G., and Zadorozny, V. D. (1990) Activation of Escherichia coli F1-ATPase by lauryldimethylamine oxide and ethylene glycol: relationship of ATPase activity to the interaction of the epsilon and beta subunits, Biochemistry, 29, 4335-4340, doi: 10.1021/bi00470a011.
  12. Peskova, Y. B., and Nakamoto, R. K. (2000) Catalytic control and coupling efficiency of the Escherichia coli FoF1 ATP synthase: influence of the Fo sector and epsilon subunit on the catalytic transition state, Biochemistry, 39, 11830-11836, doi: 10.1021/bi0013694.
  13. Paik, S. R., Yokoyama, K., Yoshida, M., Ohta, T., Kagawa, Y., and Allison, W. S. (1993) The TF1-ATPase and ATPase activities of assembled α3β3, α3β3δ, and α3β3ε complexes are stimulated by low and inhibited by high concentrations of rhodamine 6G whereas the dye only inhibits the α3β3, and α3β3δ complexes, J. Bioenerg. Biomembr., 25, 679-684, doi: 10.1007/BF00770254.
  14. Paik, S. R., Jault, J.-M., and Allison, W. S. (1994) Inhibition and inactivation of the F1 adenosinetriphosphatase from Bacillus PS3 by dequalinum and activation of the enzyme by lauryl dimethylamine oxide, Biochemistry, 33, 126-133, doi: 10.1021/bi00167a016.
  15. Jault, J. M., Matsui, T., Jault, F. M., Kaibara, C., Muneyuki, E., et al. (1995) The alpha3beta3 gamma complex of the F1-ATPase from thermophilic Bacillus PS3 containing the alpha D261N substitution fails to dissociate inhibitory MgADP from a catalytic site when ATP binds to noncatalytic sites, Biochemistry, 34, 16412-16418, doi: 10.1021/bi00050a023.
  16. Montero-Lomeli, M., and Dreyfus, G. (1987) Activation of Mg-ATP hydrolysis in isolated Rhodospirillum rubrum H+-ATPase, Arch. Biochem. Biophys., 257, 345-351, doi: 10.1016/0003-9861(87)90575-3.
  17. Jault, J.-M., Dou, C., Grodsky, N. B., Matsui, T., Yoshida, M., and Allison, W. S. (1996) The α3β3 subcomplex of the F1-ATPase from the Thermophilic bacillus PS3 with the βT165S substitution does not entrap inhibitory MgADP in a catalytic site during turnover, J. Biol. Chem., 271, 28818-28824, doi: 10.1074/jbc.271.46.28818.
  18. Hirono-Hara, Y., Noji, H., Nishiura, M., Muneyuki, E., Hara, K. Y., Yasuda, R., et al. (2001) Pause and rotation of F1-ATPase during catalysis, Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 98, 13649-13654, doi: 10.1073/pnas.241365698.
  19. Lapashina, A. S., Kashko, N. D., Zubareva, V. M., Galkina, K. V., Markova, O. V., Knorre, D. A., Feniouk, B. A. (2022) Attenuated ADP-inhibition of FOF1 ATPase mitigates manifestations of mitochondrial dysfunction in yeast, Biochim. Biophys. Acta Bioenerg., 1863, 148544, doi: 10.1016/j.bbabio.2022.148544.
  20. Trott, O., and Olson, A. J. (2010) AutoDock Vina: improving the speed and accuracy of docking with a new scoring function, efficient optimization, and multithreading, J. Computat. Chem., 31, 455-461, doi: 10.1002/jcc.21334.
  21. Guo, H., Suzuki, T., and Rubinstein, J. L. (2019) Structure of a bacterial ATP synthase, eLife, 8, e43128, doi: 10.7554/eLife.43128.
  22. Ferguson, S. A., Cook, G. M., Montgomery, M. G., Leslie, A. G. W., and Walker, J. E. (2016) Regulation of the thermoalkaliphilic F1-ATPase from Caldalkalibacillus thermarum, Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 113, 10860-10865, doi: 10.1073/pnas.1612035113.
  23. Hahn, A., Vonck, J., Mills, D. J., Meier, T., and Kühlbrandt, W. (2018) Structure, mechanism, and regulation of the chloroplast ATP synthase, Science, 360, eaat4318, doi: 10.1126/science.aat4318.
  24. Gibbons, C., Montgomery, M. G., Leslie, A. G., and Walker, J. E. (2000) The structure of the central stalk in bovine F1-ATPase at 2.4 A resolution, Nat. Struct. Biol., 7, 1055-1061, doi: 10.1038/80981.
  25. Korb, O., Stützle, T., and Exner, T. E. (2009) Empirical scoring functions for advanced protein-ligand docking with plants, J. Chem. Inform. Model., 49, 84-96, doi: 10.1021/ci800298z.
  26. Doerr, S., Harvey, M. J., Noé, F., and De Fabritiis, G. (2016) HTMD: high-throughput molecular dynamics for molecular discovery, J. Chem. Theory Computat., 12, 1845-1852, doi: 10.1021/acs.jctc.6b00049.
  27. Tian, C., Kasavajhala, K., Belfon, K. A. A., Raguette, L., Huang, H., Migues, A. N., et al. (2020) ff19SB: amino-acid-specific protein backbone parameters trained against quantum mechanics energy surfaces in solution, J. Chem. Theory Computat., 16, 528-552, doi: 10.1021/acs.jctc.9b00591.
  28. Andrio, P., Hospital, A., Conejero, J., Jordá, L., Del Pino, M., Codo, L., et al. (2019) BioExcel Building Blocks, a software library for interoperable biomolecular simulation workflows, Sci. Data, 6, 169, doi: 10.1038/s41597-019-0177-4.
  29. Sousa da Silva, A. W., and Vranken, W. F. (2012) ACPYPE – AnteChamber PYthon Parser interface, BMC Res. Notes, 5, 367, doi: 10.1186/1756-0500-5-367.
  30. Scherer, M. K., Trendelkamp-Schroer, B., Paul, F., Pérez-Hernández, G., Hoffmann, M., Plattner, N., et al. (2015) PyEMMA 2: a software package for estimation, validation, and analysis of Markov models, J. Chem. Theory Computat., 11, 5525-5542, doi: 10.1021/acs.jctc.5b00743.
  31. Schrödinger, L., and DeLano, W. (2020) PyMOL, URL: http://www.pymol.org/pymol.
  32. Lapashina, A. S., Prikhodko, A. S., Shugaeva, T. E., and Feniouk, B. A. (2019) Residue 249 in subunit beta regulates ADP inhibition and its phosphate modulation in Escherichia coli ATP synthase, Biochim. Biophys. Acta Bioenerg., 1860, 181-188, doi: 10.1016/j.bbabio.2018.12.003.
  33. Ishmukhametov, R. R., Galkin, M. A., and Vik, S. B. (2005) Ultrafast purification and reconstitution of His-tagged cysteine-less Escherichia coli F1Fo ATP synthase, Biochim. Biophys. Acta, 1706, 110-116, doi: 10.1016/j.bbabio.2004.09.012.
  34. Suzuki, T., Ozaki, Y., Sone, N., Feniouk, B. A., and Yoshida, M. (2007) The product of uncI gene in F1Fo-ATP synthase operon plays a chaperone-like role to assist c-ring assembly, Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 104, 20776-20781, doi: 10.1073/pnas.0708075105.
  35. Feniouk, B. A., Suzuki, T., and Yoshida, M. (2007) Regulatory interplay between proton motive force, ADP, phosphate, and subunit epsilon in bacterial ATP synthase, J. Biol. Chem., 282, 764-772, doi: 10.1074/jbc.M606321200.
  36. Doerr, S., and De Fabritiis, G. (2014) On-the-fly learning and sampling of ligand binding by high-throughput molecular simulations, J. Chem. Theory Computat., 10, 2064-2069, doi: 10.1021/ct400919u.
  37. Hruska, E., Abella, J. R., Nüske, F., Kavraki, L. E., and Clementi, C. (2018) Quantitative comparison of adaptive sampling methods for protein dynamics, J. Chem. Phys., 149, 244119, doi: 10.1063/1.5053582.
  38. Prinz, J.-H., Wu, H., Sarich, M., Keller, B., Senne, M., Held, M., et al. (2011) Markov models of molecular kinetics: generation and validation, J. Chem. Phys., 134, 174105, doi: 10.1063/1.3565032.
  39. Mizumoto, J., Kikuchi, Y., Nakanishi, Y.-H., Mouri, N., Cai, A., Ohta, T., et al. (2013) ε subunit of Bacillus subtilis F1-ATPase relieves MgADP inhibition, PLoS One, 8, e73888, doi: 10.1371/journal.pone.0073888.
  40. Sternweis, P. C., and Smith, J. B. (1980) Characterization of the inhibitory (ε) subunit of the proton-translocating adenosine triphosphatase from Escherichia coli, Biochemistry, 19, 526-531, doi: 10.1021/bi00544a021.
  41. Fischer, S., Graber, P., and Turina, P. (2000) The activity of the ATP synthase from Escherichia coli is regulated by the transmembrane proton motive force, J. Biol. Chem., 275, 30157-30162, doi: 10.1074/jbc.M004135200.
  42. Vasilyeva, E. A., Minkov, I. B., Fitin, A. F., and Vinogradov, A. D. (1982) Kinetic mechanism of mitochondrial adenosine triphosphatase. Inhibition by azide and activation by sulphite, Biochem. J., 202, 15-23, doi: 10.1042/bj2020015.
  43. Larson, E. M., Umbach, A., and Jagendorf, A. T. (1989) Sulfite-stimulated release of [3H]ADP bound to chloroplast thylakoid ATPase, Biochim. Biophys. Acta, 973, 78-85, doi: 10.1016/S0005-2728(89)80405-0.
  44. Jarman, O. D., Biner, O., and Hirst, J. (2021) Regulation of ATP hydrolysis by the ε subunit, ζ subunit and Mg-ADP in the ATP synthase of Paracoccus denitrificans, Biochim. Biophys. Acta Bioenerg., 1862, 148355, doi: 10.1016/j.bbabio.2020.148355.
  45. Dunn, S. D., Zadorozny, V. D., Tozer, R. G., and Orr, L. E. (1987) Epsilon subunit of Escherichia coli F1-ATPase: effects on affinity for aurovertin and inhibition of product release in unisite ATP hydrolysis, Biochemistry, 26, 4488-4493, doi: 10.1021/bi00388a047.
  46. Shah, N. B., Hutcheon, M. L., Haarer, B. K., and Duncan, T. M. (2013) F1-ATPase of Escherichia coli: the epsilon-inhibited state forms after ATP hydrolysis, is distinct from the ADP-inhibited state, and responds dynamically to catalytic site ligands, J. Biol. Chem., 288, 9383-9395, doi: 10.1074/jbc.M113.451583.
  47. Milgrom, Y. M., and Duncan, T. M. (2020) F-ATP-ase of Escherichia coli membranes: The ubiquitous MgADP-inhibited state and the inhibited state induced by the ε-subunit’s C-terminal domain are mutually exclusive, Biochim. Biophys. Acta Bioenerg., 1861, 148189, doi: 10.1016/j.bbabio.2020.148189.
  48. Kato-Yamada, Y. (2005) Isolated epsilon subunit of Bacillus subtilis F1-ATPase binds ATP, FEBS Lett., 579, 6875-6878, doi: 10.1016/j.febslet.2005.11.036.
  49. Ishikawa, T., and Kato-Yamada, Y. (2014) Severe MgADP inhibition of Bacillus subtilis F1-ATPase is not due to the absence of nucleotide binding to the noncatalytic nucleotide binding sites, PLoS One, 9, 1-5, doi: 10.1371/journal.pone.0107197.
  50. Akanuma, G., Tagana, T., Sawada, M., Suzuki, S., Shimada, T., Tanaka, K., et al. (2019) C-terminal regulatory domain of the ε subunit of FoF1 ATP synthase enhances the ATP-dependent H+ pumping that is involved in the maintenance of cellular membrane potential in Bacillus subtilis, MicrobiologyOpen, 8, e00815, doi: 10.1002/mbo3.815.

Supplementary files

Supplementary Files
Action
1. JATS XML
Download
2. Supplement
Download (1MB)
Indexing metadata

Copyright (c) 2025 Russian Academy of Sciences

Согласие на обработку персональных данных с помощью сервиса «Яндекс.Метрика»

1. Я (далее – «Пользователь» или «Субъект персональных данных»), осуществляя использование сайта https://journals.rcsi.science/ (далее – «Сайт»), подтверждая свою полную дееспособность даю согласие на обработку персональных данных с использованием средств автоматизации Оператору - федеральному государственному бюджетному учреждению «Российский центр научной информации» (РЦНИ), далее – «Оператор», расположенному по адресу: 119991, г. Москва, Ленинский просп., д.32А, со следующими условиями.

2. Категории обрабатываемых данных: файлы «cookies» (куки-файлы). Файлы «cookie» – это небольшой текстовый файл, который веб-сервер может хранить в браузере Пользователя. Данные файлы веб-сервер загружает на устройство Пользователя при посещении им Сайта. При каждом следующем посещении Пользователем Сайта «cookie» файлы отправляются на Сайт Оператора. Данные файлы позволяют Сайту распознавать устройство Пользователя. Содержимое такого файла может как относиться, так и не относиться к персональным данным, в зависимости от того, содержит ли такой файл персональные данные или содержит обезличенные технические данные.

3. Цель обработки персональных данных: анализ пользовательской активности с помощью сервиса «Яндекс.Метрика».

4. Категории субъектов персональных данных: все Пользователи Сайта, которые дали согласие на обработку файлов «cookie».

5. Способы обработки: сбор, запись, систематизация, накопление, хранение, уточнение (обновление, изменение), извлечение, использование, передача (доступ, предоставление), блокирование, удаление, уничтожение персональных данных.

6. Срок обработки и хранения: до получения от Субъекта персональных данных требования о прекращении обработки/отзыва согласия.

7. Способ отзыва: заявление об отзыве в письменном виде путём его направления на адрес электронной почты Оператора: info@rcsi.science или путем письменного обращения по юридическому адресу: 119991, г. Москва, Ленинский просп., д.32А

8. Субъект персональных данных вправе запретить своему оборудованию прием этих данных или ограничить прием этих данных. При отказе от получения таких данных или при ограничении приема данных некоторые функции Сайта могут работать некорректно. Субъект персональных данных обязуется сам настроить свое оборудование таким способом, чтобы оно обеспечивало адекватный его желаниям режим работы и уровень защиты данных файлов «cookie», Оператор не предоставляет технологических и правовых консультаций на темы подобного характера.

9. Порядок уничтожения персональных данных при достижении цели их обработки или при наступлении иных законных оснований определяется Оператором в соответствии с законодательством Российской Федерации.

10. Я согласен/согласна квалифицировать в качестве своей простой электронной подписи под настоящим Согласием и под Политикой обработки персональных данных выполнение мною следующего действия на сайте: https://journals.rcsi.science/ нажатие мною на интерфейсе с текстом: «Сайт использует сервис «Яндекс.Метрика» (который использует файлы «cookie») на элемент с текстом «Принять и продолжить».