Rhodococcus erythropolis А-27 как биокатализатор для энантиоселективного восстановления кетонов в присутствии высоких концентраций изопропанола

Полный текст

Энантиоселективное восстановление кетонов с помощью биокатализаторов — перспективный подход для получения энантиомерно чистых вторичных спиртов, использующихся в качестве предшественников в синтезе различных биологически активных веществ (лекарственных соединений, средств защиты растений и др.) [1–8].

В литературе представлено много примеров применения энантиоселективных алкогольдегидрогеназ (КФ 1.1.1.x., также называемых кеторедуктазами или карбонилредуктазами), выделенных из клеток различных микроорганизмов, для восстановления кетонов с целью формирования хирального центра заданной пространственной конфигурации в молекуле вторичного спирта [1–8]. Однако имеются проблемы, ограничивающие успешную реализацию таких процессов в промышленных масштабах. Одна из них связана с необходимостью использования в качестве восстановителя НАДН или НАДФН в количествах, сопоставимых с субстратом, что значительно увеличивает стоимость продукта [1, 2, 4–8]. Другая проблема обусловлена плохой растворимостью гидрофобных субстратов в водных средах, что существенно ограничивает скорость реакции [3, 9].

Для снижения затрат в процессах получения энантиомерно чистых вторичных спиртов биовосстановлением кетонов целесообразно использовать в качестве биокатализатора клетки микроорганизмов, содержащие внутриклеточные энантиоселективные дегидрогеназы/карбонилредуктазы, а также ферменты, катализирующие регенерацию НАДН или НАДФН за счет окисления экзогенного восстановителя (глюкозы, изопропанола, формиата и др.) [1, 2, 4–7]. Для увеличения растворимости кетонов в водных растворах могут быть использованы гомогенизаторы — смешиваемые с водой со-растворители (органические и глубокие эвтектические растворители, ионные жидкости) [3, 9].

К наиболее доступным со-растворителям относится изопропанол, который в реакциях восстановления кетонов может не только увеличивать растворимость субстрата, но и выполнять роль экзогенного восстановителя [8, 10, 11]. Кроме того, изопропанол может улучшать проницаемость клеток, облегчая транспортировку субстрата и продукта реакции через клеточную мембрану [11].

Для разработки эффективных процессов восстановления кетонов в присутствии изопропанола необходимы клеточные биокатализаторы, которые могут работать при высоких концентрациях этого спирта. Однако многие известные биокатализаторы быстро теряют карбонилредуктазную активность уже в присутствии 20% изопропанола [10, 12]. В связи с этим проводится поиск новых клеточных биокатализаторов, устойчивых к органическим растворителям, включая изопропанол [13–18].

Большой интерес представляют клетки актинобактерий рода Rhodococcus, которые отличаются повышенной толерантностью к различным органическим растворителям [14] и широко применяются в синтезе биологически активных веществ благодаря наличию у них различных регио- и энантиоселективных ферментов (дегидрогеназ, монооксигеназ, эпоксидгидролаз, дегалогеназ, нитрилаз, амидаз и др.) [19–22].

На базе штаммов Rhodococcus opacus B-4 и R. rhodochrous NBRC15564, клеточная поверхность которых характеризуется высокой липофильностью, разработаны биокатализаторы, содержащие энантиоселективные ферменты других микроорганизмов (карбонилредуктазу OCR дрожжей Ogataea minuta и термофильные алкогольдегидрогеназы бактерии Thermus thermophilus HB27), способные восстанавливать кетоны в чистых полярных растворителях (циклогексаноле, изобутаноле и изопропаноле) [23, 24].

Энантиоселективные дегидрогеназы/карбонилредуктазы найдены в клетках некоторых штаммов родококков (R. ruber DSM 44541, R. erythropolis WZ010, R. pyridinivorans, R. jostii TMP1, R. kyotonensis) [25–30]. Один из ферментов (АДГ-А из R. ruber DSM 44541) проявляет высокую толерантность по отношению к органическим растворителям и может катализировать реакцию в присутствии 50% изопропанола [25, 26].

Следует отметить, что не все штаммы родококков, обладающие высокоселективными дегидрогеназами/редуктазами, пригодны для использования в качестве клеточных катализаторов в процессах энантиоселективного восстановления кетонов. В ряде случаев с помощью таких биокатализаторов получаются продукты с низким энантиомерным избытком, как полагают, из-за присутствия в клетках сопутствующих дегидрогеназ с противоположным энантионаправленным каталитическим действием [31]. Энантиоселективное восстановление кетонов в присутствии высоких концентраций изопропанола осуществлено с помощью клеток R. ruber DSM 44541 — продуцента высокотолерантной алкогольдегидрогеназы [32–34]. В присутствии 22% изопропанола этот клеточный биокатализатор восстанавливает широкий спектр кетонов в спирты S-конфигурации высокой энантиомерной чистоты (более 99%) [32, 33]. Биокатализатор проявляет активность даже при 50%-ной концентрации изопропанола и восстанавливает ряд кетонов (6-метил-5-гептен-2-он, октанон-2) [32, 34]. Ранее было показано [17], что клетки R. erythropolis ВКМ Ас-1161 способны энантиоселективно восстанавливать 6-метил-5-гептен-2-он и п-хлорацетофенон в буфере, содержащем 20% изопропанола. С помощью клеток этих актинобактерий получены S-6-метил-5-гептен-2-ол (99.9% ее) и S-1-(4-хлорфенил)этанол (96.4% ее) с выходом 93.8% и 84% соответственно.

Цель настоящей работы — продолжение поиска новых штаммов родококков, перспективных для разработки высокоселективных клеточных биокатализаторов, способных катализировать восстановление кетонов в энантиомерно чистые спирты в присутствии высоких концентраций изопропанола.

МЕТОДИКА

Объекты исследования. В работе использовали 5 штаммов бактерий (А7-1, А4-72, А15-23, А18-19 и А-27) из коллекции микроорганизмов кафедры биохимии и технологии микробиологических производств Уфимского государственного нефтяного технического университета. Штаммы были выделены из различных антропогенных экосистем Республики Башкортостан (почва и сточные воды предприятий нефтехимии и нефтепереработки) как деструкторы фенола, гексадекана, нефти, эпихлоргидрина или дихлоргидрина глицерина. Все исследуемые штаммы — грамположительные аэробы, некислотоустойчивые, неспорообразующие, неподвижные. Клетки палочковидные, слабо ветвящиеся. Характерен трехстадийный морфогенетический цикл развития (кокки–палочки–кокки). На питательном агаре образуют непрозрачные круглые колонии бледно-розового или оранжевого цвета без воздушного мицелия.

Условия культивирования. Микроорганизмы выращивали при температуре 30 ± 1°C на агаризованной питательной среде, следующего состава (г/л): гидролизат рыбной муки — 25, глюкоза– 10, дрожжевой экстракт — 5, агар-агар микробиологический — 15.

Идентификация микроорганизмов. Для определения видовой принадлежности штаммов были проведены амплификация, секвенирование и филогенетический анализ гена 16S рРНК. Геномную ДНК выделяли согласно методике, описанной в работе [35]. Амплификацию фрагмента гена 16S рРНК проводили с использованием бактериальных праймеров 27F (5'-AGAGTTTGATC(A/C)TGGCTCAG-3') и 1492R (5'-АСGG(C/T)TACCTTGTTACGACTT-3') на амплификаторе C1000 Touch^TM Thermal Cycler (“Bio-Rad Laboratories”, США). Определение нуклеотидных последовательностей генов 16S рРНК осуществляли на секвенаторе Genetic Analyser 3500XL (“Applied Biosystems”, США) с использованием набора реактивов Big Dye Terminator Cycles equencing Kit v 3.1 (“Applied Biosystems”, США), согласно рекомендациям производителя. Филогенетический анализ полученных нуклеотидных последовательностей 16S рДНК осуществляли с использованием программ Sequence Scanner v1.0 и MEGA 7.0 (http://www.megasoftware.net). Поиск гомологичных последовательностей осуществляли при использовании баз данных GenBank (http:/www.ncbi.nlm.nih.gov) и EzBioCloud (http://www.ezbiocloud.net/eztaxon). Филогенетическое дерево строили с помощью программы MEGA7 c использованием метода “neighborjoining”.

Восстановление кетонов. Для восстановления кетонов использовали биомассу трехсуточной культуры микроорганизмов, собранную с поверхности агаризованной среды. Тестирование способности клеток исследуемых микроорганизмов осуществлять восстановление кетонов проводили при 30 ± 1°С в 0.1 М фосфатном буфере (рН 7), содержащем 5% изопропанола, 5 г/л субстрата и 200 г/л сырой биомассы. В экспериментах по изучению влияния концентрации изопропанола на восстановление кетонов содержание спирта в буфере варьировали от 0 до 50%.

Анализ субстратов и продуктов восстановления кетонов. Для текущего контроля реакции отбирали пробы реакционной смеси. Полученные пробы центрифугировали при 10000 об./мин в течение 3 мин на центрифуге СМ-50 (“ELMI”, Латвия), дважды экстрагировали этилацетатом. Объединенный экстракт осушали безводным сульфатом магния. Концентрацию субстрата и продукта в пробах определяли на хроматографе “Хроматек Кристалл 5000.2” (ЗАО “СКБ Хроматек”, Россия) с пламенно-ионизационным детектором на хиральной капиллярной колонке Supelco BetaDEX 110 (30 м × 0.25 мм × 0.25 мкм). Режим анализа: температура испарителя — 220°С, температура детектора — 220°С, температура колонки — 60–220°С, скорость нагрева — 5^°С/мин, давление газа-носителя — 100 кПа, расход водорода — 25 мл/мин, расход воздуха — 250 мл/мин, газ-носитель — гелий.

Для выделения продуктов реакции реакционную массу центрифугировали при 10000 об./мин в течение 10 мин на центрифуге MPW-351 (“MPW Med. Instruments”, Польша). Продукты трансформации высаливали NaCl и троекратно экстрагировали равным объемом диэтилового эфира. Экстракт осушали безводным сульфатом магния, концентрировали на ротационном испарителе RV 10 digital (“IKA”, Германия) и фракционировали на хроматографической колонке с силикагелем Merk 60 (0.063–0.2 мм), элюент — гексан:этилацетат (8 : 1).

Конфигурацию продуктов определяли поляриметрически на поляриметре PerkinElmer-141-МС (“PerkinElmer”, США). Спектры ЯМР регистрировали на спектрометре “BRUKER AM-300” (“BRUKER BIOSPIN”, Германия) в растворах CDCl₃ (рабочая частота 500.13 МГц для ¹Н и 126.76 МГц для ¹³С). За внутренний стандарт принимали значение сигналов хлороформа: в ЯМР ¹Н — примесь протонов в дейтерированном растворителе (δ 7.27 м.д.), в ЯМР ¹³С — средний сигнал CDCl₃ (δ 77.00 м.д.). Спектральные характеристики S-1-фенилэтанола и S-6-метил-5-гептен-2-ола совпадают с литературными данными [36, 37].

Статистическая обработка результатов. Все эксперименты проводили в трех повторностях. Полученные данные обрабатывали с использованием компьютерной программы Microsoft Excel.

РЕЗУЛЬТАТЫ И ИХ ОБСУЖДЕНИЕ

Идентификация исследуемых штаммов. Филогенетический анализ нуклеотидных последовательностей гена 16S рРНК исследуемых штаммов показал 100%-ное сходство с Rhodococcus qingshengii JCM 15477^T. Филогенетическое положение штаммов, основанное на сравнении нуклеотидных последовательностей гена 16S рРНК, представлено на рис. 1. В соответствии с современной номенклатурой прокариот R. qingshengii является более поздним синонимом R. erythropolis (https://lpsn.dsmz.de/species/rhodococcus-qingshengii), поэтому исследуемые штаммы были отнесены к виду R. erythropolis.

 

Рис. 1. Положение исследуемых штаммов рода Rhodococcus на филогенетическом дереве, построенном на основании сравнительного анализа нуклеотидных последовательностей фрагментов генов 16S рРНК с использованием метода “neighbor-joining”. Масштаб соответствует 5 нуклеотидным заменам на каждые 1000 нуклеотидов. Цифрами показана статистическая достоверность порядка ветвления, определенная с помощью “bootstrap”-анализа 1000 альтернативных деревьев.

 

Исследование способности микроорганизмов энантиоселективно восстанавливать кетоны в присутствии 5% изопропанола. Для выявления возможности применения клеток исследуемых штаммов R. erythropolis в качестве биокатализаторов энантиоселективного восстановления кетонов исследовали трансформацию ацетофенона (1) и 6-метил-5-гептен-2-она (2) в присутствии низкой (5%-ной) концентрации спирта (табл. 1). В качестве контроля использовали реакционную смесь без микроорганизмов.

 

Таблица 1. Выход (Р, %) и энантиомерный избыток (ее, %) продуктов восстановления 6-метил-5-гептен-2-она и ацетофенона с помощью штаммов R. erythropolis в буфере, содержащем 5% изопропанола, в течение 2 ч

Субстрат	Штамм	Продукт	Р, %	ее, %
ацетофенон (1)	А-27	S-1-фенилэтанол (3)	79 ± 3.2	99.1 ± 0.1
	А18-19		65 ± 2.7	99.3 ± 0.1
	А4-72		64 ± 2.4	99.2 ± 0.1
	А7-1		51 ± 2	98.4 ± 0.3
	А15-23		64 ± 2.4	98.7 ± 0.2
6-метил-5-гептен-2-он (2)	А-27	S-6-метил-5-гептен-2-ол (4)	93 ± 2.5	99.9 ± 0.1
	А18-19		96 ± 2.3	99.9 ± 0.1
	А4-72		93 ± 2	99.9 ± 0.1
	А7-1		93 ± 2.4	99.9 ± 0.1
	А15-23		86 ± 2.1	69.0 ± 0.5

 

В результате исследования было обнаружено, что все штаммы энантиоселективно восстанавливают оба субстрата (1, 2) в спирты S-конфигурации: S-1-фенилэтанол (3) и S-6-метил-5-гептен-2-ол (4) соответственно (табл. 1). Наиболее высокий выход продукта (около 86–96%) был достигнут в реакции восстановления 6-метил-5-гептен-2-она (2). При использовании в качестве субстрата ацетофенона (1) выход продукта составил 51–79%. В контрольном варианте без микроорганизмов реакция восстановления кетонов не протекала.

Исследование энантиомерного состава продуктов трансформации показало, что три штамма R. erythropolis (А-27, А18-19 и А4-72) позволяют получать S-1-фенилэтанол и S-6-метил-5-гептен-2-ол высокой энантиомерной чистоты (не менее 99.9% ее, табл. 1). В случае штамма R. erythropolis А7-1 продукт с энантиомерным избытком 99.9% был получен только в реакции восстановления 6-метил-5-гептен-2-она (2). При восстановлении ацетофенона (1) с помощью этого штамма, также как и штамма R. erythropolis А15-23, был получен S-1-фенилэтанол более низкой энантиомерной чистоты (98.4 и 98.7% ее соответственно). Наименее селективно протекала реакция восстановления алкенкетона (2) с помощью штамма R. erythropolis А15-23, приводящая к S-6-метил-5-гептен-2-олу с низким энантиомерным избытком (69% ее).

Влияние начальной концентрации изопропанола на восстановление кетонов. С целью выявления оптимальной концентрации со-растворителя и оценки устойчивости к нему клеточных биокатализаторов далее было исследовано влияние изопропанола на начальную скорость реакции, выход и энантиомерную чистоту продуктов.

При исследовании влияния концентрации изопропанола на начальную скорость восстановления кетонов (1 и 2) с помощью клеток штаммов R. erythropolis установлено, что в отсутствие спирта обе реакции протекают медленно (рис. 2). Внесение спирта в оптимальных концентрациях существенно ускоряло процессы восстановления кетонов, что подтверждало роль изопропанола как экзогенного восстановителя.

 

Рис. 2. Зависимость начальной скорости (г/л‧ч) восстановления ацетофенона (а) и 6-метил-5-гептен-2-она (б) от концентрации изопропанола (%) в присутствии клеток штаммов R. erythropolis: 1 — А-27; 2 — А18-19; 3 — А4-72; 4 — А7-1; 5 — А15-23.

 

Оптимальные значения концентрации изопропанола в реакционной смеси варьировали в зависимости от используемого субстрата и штамма (рис. 2). Так, трансформация ацетофенона в S-1-фенилэтанол в присутствии клеток большинства исследуемых штаммов наиболее быстро протекала в буфере, содержащем 5%-ный изопропанол (рис. 2а), тогда как в случае использования R. erythropolis А-27 оптимальная концентрация спирта была 7.5%. При восстановлении 6-метил-5-гептен-2-она с помощью большинства штаммов, наибольшая скорость реакции достигалась при 10%-ном содержании изопропанола в буфере, а в случае R. erythropolis А18-19 — при 20%-ной концентрации спирта (рис. 2б).

Дальнейшее увеличение концентрации изопропанола до 20% приводило к значительному снижению скорости восстановления ацетофенона независимо от используемого штамма, а при 30–40% спирта реакция не протекала (рис. 2а).

В тоже время восстановление 6-метил-5-гептен-2-она с помощью исследуемых штаммов, хотя и медленнее, чем в оптимальных условиях, происходило в присутствии 40% изопропанола, а в случае наиболее активного штамма R. erythropolis А-27 осуществлялось даже в 50%-ном изопропаноле с высокой скоростью (рис. 2б).

При исследовании выхода продуктов, полученных при двухчасовой продолжительности реакции восстановления 6-метил-5-гептен-2-она, было установлено, что он достигал максимального значения не только при оптимальной концентрации изопропанола, обеспечивающей наибольшую начальную скорость реакции, но и при большем содержании спирта (рис. 3а). В случае штаммов R. erythropolis А18-19, А7-1 и А15-23 концентрация изопропанола может быть увеличена до 20%, а при использовании R. erythropolis А4-72 и А-27 — до 40 и 50% соответственно. Анализ энантиомерного состава полученных продуктов показал, что в отсутствии изопропанола большинство штаммов, за исключением R. erythropolis А18-19, восстанавливали кетон (2) с низкой энантиоселективностью. Увеличение концентрации изопропанола приводило к улучшению энантиомерного состава S-6-метил-5-гептен-2-ола (рис. 3б). Даже с наименее селективным штаммом R. erythropolis А15-23 в присутствии 40–50% изопропанола образовывался продукт с энантиомерным избытком 99.9%.

 

Рис. 3. Зависимость выхода (а, Р, %) и энантиомерного избытка S-6-метил-5-гептен-2-ола (б) от начальной концентрации изопропанола (%) в процессе восстановления 6-метил-5-гептен-2-она с помощью клеток штаммов R. erythropolis: 1 — А-27; 2 — А18-19; 3 — А4-72; 4 — А7-1; 5 — А15-23.

 

При исследовании восстановления ацетофенона было обнаружено, что наибольший выход S-1-фенилэтанола (при 4-х часовой продолжительности реакции) в присутствии клеток большинства штаммов, за исключением R. erythropolis А-27, достигается только при оптимальной концентрации изопропанола (рис. 4а). В случае R. erythropolis А-27 высокий выход продукта был получен также при 10%-ной концентрации спирта. Установлено, что увеличение концентрации изопропанола при использовании штаммов R. erythropolis А-27 и А18-19 не оказывало существенного влияния на энантиомерную чистоту S-1-фенилэтанола, но снижало ее при использовании штамма R. erythropolis А4-72 и увеличивало при использовании штаммов R. erythropolis А7-1 и А15-23 (рис. 4б).

 

Рис. 4. Зависимость выхода (а, Р, %) и энантиомерного избытка (б, ее, %) S-1-фенилэтанола от начальной концентрации изопропанола (%) при восстановлении ацетофенона с помощью клеток штаммов R. erythropolis: 1 — А-27; 2 — А18-19; 3 — А4-72; 4 — А7-1; 5 — А15-23.

 

Динамика восстановления кетонов при оптимальной концентрации изопропанола. Исследование динамики восстановления ацетофенона при оптимальной концентрации изопропанола показало, что после 2 ч трансформации скорость реакции существенно снижалась, что ограничивало выход продукта на уровне 68–92% (рис. 5а). Такое замедление реакции биовосстановления кетонов в присутствии изопропанола может быть связано с накоплением продукта окисления этого спирта (ацетона) в реакционной смеси [15, 38, 39]. Наиболее высокий выход ∼ 92% S-1-фенилэтанола в исследуемых условиях был получен с помощью штамма R erythropolis А-27. Для достижения более высокого выхода целевого продукта необходимо удалять ацетон in situ [15, 38, 39].

 

Рис. 5. Динамика выхода продуктов реакции (Р, %) в процессе восстановления ацетофенона (а) и 6-метил-5-гептен-2-она (б) с помощью клеток штаммов R. erythropolis при оптимальных начальных концентрациях изопропанола: 1 — А-27; 2 — А18-19; 3 — А4-72; 4 — А7-1; 5 — А15-23.

 

Аналогичные результаты были получены при восстановлении 6-метил-5-гептен-2-она (рис. 5б). Однако в отличие от ацетофенона, большинство штаммов восстанавливало кетон (2) с выходом продукта близким к 93–94%. Только при использовании штамма R. erythropolis А15-23 выход продукта оставался на уровне 86%. Следует отметить, что время реакции, необходимое для достижения максимального выхода продукта (4), может быть сокращено до 0.5–1 ч при использовании наиболее активных штаммов R. erythropolis А-27, А18-19 и А4-72.

В результате текущего контроля энантиомерного состава продуктов (3 и 4), образующихся при восстановлении кетонов (1, 2), было обнаружено, что использование наименее активного штамма R. erythropolis А15-23 энантиомерный избыток продуктов в начале реакции увеличивался (табл. 2), но останавливался на уровне около 85% для S-6-метил-5-гептен-2-ола и 98.5% для S-1-фенилэтанола.

При использовании в качестве биокатализатора клеток R. erythropolis А7-1 было обнаружено, что только при восстановлении 6-метил-5-гептен-2-она в ходе реакции образуется высокочистый S-6-метил-5-гептен-2-ол (табл. 2). В случае ацетофенона энантиомерный избыток S-1-фенилэтанола снижался с 99.3 до 96.2% с увеличением продолжительности реакции от 1 до 4 ч. Подобное снижение энантиомерного избытка S-1-фенилэтанола в ходе реакции наблюдалось у ряда штаммов R. erythropolis, как полагают, из-за присутствия в клетках альтернативного фермента, катализирующего восстановление субстрата преимущественно в R-1-фенилэтанол [17, 31].

 

Таблица 2. Изменение энантиомерного избытка (ее, %) продуктов (3, 4) в процессе восстановления ацетофенона и 6-метил-5-гептен-2-она с помощью штаммов R. erythropolis при оптимальных концентрациях изопропанола

Штамм	S-1-фенилэтанол (3)			S-6-метил-5-гептен-2-ол (4)
	1 ч	2 ч	4 ч	0.25 ч	0.5 ч	2 ч	4 ч
А-27	99.4 ± 0.1	99.1 ± 0.1	99.2 ± 0.1	99.9 ± 0.1	99.9 ± 0.1	99.9 ± 0.1	99.9 ± 0.1
А18-19	99.3 ± 0.1	99.3 ± 0.1	99.5 ± 0.1	99.9 ± 0.1	99.9 ± 0.1	99.9 ± 0.1	99.9 ± 0.1
А4-72	99.3 ± 0.1	99.2 ± 0.1	99.0 ± 0.1	99.9 ± 0.1	99.9 ± 0.1	99.9 ± 0.1	99.9 ± 0.1
А7-1	99.3 ± 0.1	98.7 ± 0.1	96.2 ± 0.1	99.9 ± 0.1	99.9 ± 0.1	99.9 ± 0.1	99.9 ± 0.1
А15-23	97.2 ± 0.2	98.2 ± 0.2	98.5 ± 0.2	73.4 ± 0.5	83.4 ± 0.5	85.6 ± 0.5	84.6 ± 0.5

 

В то же время было установлено, что в случае трех штаммов R. erythropolis (А-27, А18-19 и А4-72) в ходе реакции образуются спирты исключительно высокой энантиомерной чистоты (не менее 99% ее, табл. 2).

Таким образом, полученные результаты показали, что штаммы R. erythropolis, выделенные из различных антропогенно загрязненных экосистем, отличались друг от друга своим биокаталитическим потенциалом в процессах энантиоселективного восстановления кетонов. Это соответствует имеющимся представлениям о внутривидовом полиморфизме родококков, формирующемся в результате развития штаммов в различных экосистемах [40].

Наиболее перспективным для применения в процессах энантиоселективного восстановления кетонов является штамм R. erythropolis А-27, выделенный из почвы, загрязненной нефтепродуктами, который показал наибольшую активность и высокую энантиоселективность в процессах восстановления обоих субстратов (1, 2).

Отличительная особенность R. erythropolis А-27 как биокатализатора процессов энантиоселективного восстановления кетонов, протекающих в присутствии изопропанола, — более высокая устойчивость к высоким концентрациям спирта по сравнению с другими штаммами данного вида, представленными в настоящей работе, а также описанными в литературе [17, 41, 42]. Подобно известному наиболее устойчивому штамму R. ruber DSM 44541, нашедшему широкое применение в асимметрическом синтезе различных вторичных спиртов [3, 32–34], клетки штамма R. erythropolis А-27 способны восстанавливать 6-метил-5-гептен-2-он в энантиомерно чистый S-6-метил-5-гептен-2-ол даже в 50%-ном изопропаноле. Как показано для штамма R. ruber DSM 44541, в этих условиях процесс может протекать с высокой скоростью при очень высокой концентрации плохо растворимого в воде субстрата (95.2 г/л 6-метил-5-гептен-2-она) [34]. Это делает перспективным дальнейшее исследование свойств найденного биокатализатора с целью разработки на его основе эффективных методов получения практически важных гидрофобных спиртов, в том числе S-1-фенилэтанола — предшественника в синтезе ряда лекарственных соединений [43–45], и S-6-метил-5-гептен-2-ола, на базе которого могут быть синтезированы экологически безопасные инсектициды [36, 46, 47].

Конфликт интересов

Авторы заявляют об отсутствии конфликта интересов.

Соблюдение этических норм

В настоящей статье не использовались в качестве объектов люди или животные.

Об авторах

Н. И. Петухова

Уфимский государственный нефтяной технический университет

Автор, ответственный за переписку.
Email: biocatNP@yandex.ru
Россия, Уфа, 450062

А. В. Митягина

Уфимский государственный нефтяной технический университет

Email: a_mityagina@mail.ru
Россия, Уфа, 450062

В. В. Зорин

Уфимский государственный нефтяной технический университет

Email: biocatNP@yandex.ru
Россия, Уфа, 450062

Список литературы

Дополнительные файлы