Multiantagonistic of Streptomyces narbonensis strain PSM242 and Trichoderma sp. biocide combined in enrich media against Meloidogyne sp. root‑knot nematode on cherry tomato plants

Capa

Citar

Texto integral

Resumo

The research focuses on the isolation and identification of Streptomyces and Meloidogyne species from soil and plant samples, particularly in oil palm plantations and tomato crops. Using the soil plating method, two Streptomyces isolates were obtained, identified as Streptomyces narbonensis through molecular techniques targeting the 16S rRNA gene. Concurrently, root-knot nematodes (Meloidogyne sp.) were extracted from symptomatic tomato plants using a modified Baerman apparatus, with morphological characteristics confirming their identity. The study further evaluates the biocontrol potential of S. narbonensis strain PSM242 and Trichoderma sp. against Meloidogyne sp. through both in vitro and field experiments. Results indicate that these biocontrol agents significantly reduce nematode populations and root gall formation, leading to enhanced growth metrics in cherry tomato plants. A factorial randomized block design was employed for data analysis, revealing that the combination of S. narbonensis and Trichoderma sp. in nutrient-enriched media yielded optimal results in controlling nematodes. Statistical analyses demonstrated that treatments combining both biocontrol agents resulted in the lowest gall diameter, weight, and juvenile nematode populations compared to controls. Additionally, significant improvements in root length and fruit weight were observed in treated plants. This research underscores the potential of utilizing microbial antagonists as sustainable alternatives for managing agricultural pests, contributing to more effective pest control strategies in crop production systems.

Sobre autores

Penta Suryaminarsih

Universitas Pembangunan Nasional Veteran Jawa Timur

Autor responsável pela correspondência
Email: penta_s@upnjatim.ac.id

Associate Professor, Plant Pest and Disease, Department Agrotechnology, Dr. of Phytopathology

 

Indonésia, Jl. Rungkut Madya No. 1, Surabaya, Indonesia

Safira Lestari

Assistant Professor, Plant Pest and Disease, Department Agrotechnology, Dr. Candidate of Phytopathology
Universitas Pembangunan Nasional Veteran Jawa Timur

Email: safira.rizka.agro@upnjatim.ac.id
Indonésia, Jl. Rungkut Madya No. 1, Surabaya, Indonesia

Bibliografia

  1. Pontes, K. B., et al. (2024). Efficacy of microbiological nematicides in controlling root knot nematodes in tomato. Frontiers in Agronomy, 6. https://doi.org/10.3389/fagro.2024.1462323. EDN: https://elibrary.ru/JLEPOM
  2. Yigezu Wendimu, G. (2021). Biology, taxonomy, and management of the root knot nematode (Meloidogyne incognita) in sweet potato. Advances in Agriculture, 2021. https://doi.org/10.1155/2021/8820211. EDN: https://elibrary.ru/IIJGDI
  3. Saleh, H. M., Shafeeq, A. F., & Khairi, M. A. (2023). Short communication: Biological control of Meloidogyne javanica by Pasteuria penetrans and Trichoderma harzianum on tomato plants. Biodiversitas, 24(2), 847–851. https://doi.org/10.13057/biodiv/d240221
  4. Puyam, A. (2016). Advent of Trichoderma as a bio control agent — a review. Retrieved from: www.ansfoundation.org
  5. Yao, X., Guo, H., Zhang, K., Zhao, M., Ruan, J., & Chen, J. (2023). Trichoderma and its role in biological control of plant fungal and nematode disease. Frontiers in Microbiology, 14. https://doi.org/10.3389/fmicb.2023.1160551. EDN: https://elibrary.ru/MRQFOV
  6. Kang, M. K., et al. (2021). Nematicidal activity of teleocidin B4 isolated from Streptomyces sp. against pine wood nematode, Bursaphelenchus xylophilus. Pest Management Science, 77(4), 1607–1615. https://doi.org/10.1002/ps.6095. EDN: https://elibrary.ru/YXAVID
  7. Sharma, N., Manhas, R. K., & Ohri, P. (2022). Streptomyces hydrogenans strain DH 16 alleviates negative impact of Meloidogyne incognita stress by modifying physio biochemical attributes in Solanum lycopersicum plants. Scientific Reports, 12(1), 15214. https://doi.org/10.1038/s41598-022-19636-0. EDN: https://elibrary.ru/OJSAUR
  8. Suryaminarsih, P., Mindari, W., Wijayanti, F., & Kusuma, R. M. (2022). The competence of Streptomyces narbonensis and Trichoderma harzianum mixed as PGPM and decomposer on different types of soils. International Journal of Plant and Soil Science, 158–165. https://doi.org/10.9734/ijpss/2022/v34i1831067. EDN: https://elibrary.ru/LCUCDM
  9. Rostami, M., Shahbazi, S., Soleimani, R., & Ghorbani, A. (2024). Optimizing sustainable control of Meloidogyne javanica in tomato plants through gamma radiation induced mutants of Trichoderma harzianum and Bacillus velezensis. Scientific Reports, 14(1). https://doi.org/10.1038/s41598-024-68365-z. EDN: https://elibrary.ru/LKWTXF
  10. Mohiddin, F. A., et al. (2021). Phylogeny and optimization of Trichoderma harzianum for chitinase production: Evaluation of their antifungal behaviour against the prominent soil borne phytopathogens of temperate India. Microorganisms, 9(9). https://doi.org/10.3390/microorganisms9091962. EDN: https://elibrary.ru/KMNPQO
  11. Rosyida, R., Martosudiro, M., & Muhibuddin, A. (2Desktop). Analysis of chitinase enzyme Trichoderma sp. in degrading Fusarium oxysporum. Research Journal of Life Science, 9(3), 131–145. https://doi.org/10.21776/ub.rjls.2022.009.03.5. EDN: https://elibrary.ru/GLGOFJ
  12. Indriyanti, D. R., Bintari, S. H., Setiati, N., & Alfiyan, J. M. Z. (2021). The density and viability of Metarhizium anisopliae conidia on several growth media. Biosaintifika, 13(2), 237–242. https://doi.org/10.15294/biosaintifika.v13i2.31408. EDN: https://elibrary.ru/DFBSBO
  13. Pasternak, T. P., & Steinmacher, D. (2024). Plant growth regulation in cell and tissue culture in vitro. Plants, 13(2). https://doi.org/10.3390/plants13020327. EDN: https://elibrary.ru/UMAJOM
  14. Lee, H.-B., et al. (2005). Study on medium ingredient composition for enhancing biomass production and anti potato common scab activity of Streptomyces sp. A020645 as a BCA candidate. Research in Plant Disease, 11(1), 66–71. https://doi.org/10.5423/rpd.2005.11.1.066
  15. Asyiah, I. N., et al. (2021). Cost effective bacteria based bionematicide formula to control root knot nematode Meloidogyne spp. in tomato plants. Biodiversitas, 22(6), 3256–3264. https://doi.org/10.13057/BIODIV/D220630. EDN: https://elibrary.ru/YLJFFD
  16. Stetina, S. R., Mcgawley, E. C., & Russin, J. S. (1997). Extraction of root associated Meloidogyne incognita and Rotylenchulus reniformis.
  17. Gómez González, G., et al. (2021). Meloidogyne enterolobii egg extraction in NaOCl versus infectivity of inoculum on cucumber. Journal of Nematology, 53. https://doi.org/10.21307/JOFNEM-2021-057. EDN: https://elibrary.ru/UWEYNG
  18. Rahmawati, D., et al. (2016). Seminar Hasil Penelitian dan Pengabdian Masyarakat Dana BOPTN Tahun.
  19. Xiang, N., & Lawrence, K. S. (2016). Optimization of in vitro techniques for distinguishing between live and dead second stage juveniles of Heterodera glycines and Meloidogyne incognita. PLOS ONE, 11(5). https://doi.org/10.1371/journal.pone.0154818
  20. Adiwena, M., et al. (2023). Effect of micronutrient enriched media on the efficacy of Bacillus subtilis as a biological control agent against Meloidogyne incognita. Biodiversitas, 24(1), 33–39. https://doi.org/10.13057/biodiv/d240105. EDN: https://elibrary.ru/TKSCAO
  21. Cao, Y., et al. (2023). Root knot nematode infections and soil characteristics significantly affected microbial community composition and assembly of tobacco soil microbiota: A large scale comparison in tobacco growing areas. Frontiers in Microbiology, 14. https://doi.org/10.3389/fmicb.2023.1282609. EDN: https://elibrary.ru/MCGLXV
  22. Poveda, J., Abril Urias, P., & Escobar, C. (2020). Biological control of plant parasitic nematodes by filamentous fungi inducers of resistance: Trichoderma, mycorrhizal and endophytic fungi. Frontiers in Microbiology, 11. https://doi.org/10.3389/fmicb.2020.00992. EDN: https://elibrary.ru/WSWUDU
  23. Ayaz, M., et al. (2024). Biocontrol of plant parasitic nematodes by bacteria and fungi: A multi omics approach for the exploration of novel nematicides in sustainable agriculture. Frontiers in Microbiology, 15. https://doi.org/10.3389/fmicb.2024.1433716. EDN: https://elibrary.ru/BUMJNO
  24. Sharon, E., Bar Eyal, M., Chet, I., Herrera Estrella, A., Kleifeld, O., & Spiegel, Y. (2001). Biological control of the root knot nematode Meloidogyne javanica by Trichoderma harzianum.
  25. Al Hazmi, A. S., & Javeed, M. T. (2016). Effects of different inoculum densities of Trichoderma harzianum and Trichoderma viride against Meloidogyne javanica on tomato. Saudi Journal of Biological Sciences, 23(2), 288–292. https://doi.org/10.1016/j.sjbs.2015.04.007
  26. Rostami, M., Shahbazi, S., Soleimani, R., & Ghorbani, A. (2024). Optimizing sustainable control of Meloidogyne javanica in tomato plants through gamma radiation induced mutants of Trichoderma harzianum and Bacillus velezensis. Scientific Reports, 14(1). https://doi.org/10.1038/s41598-024-68365-z. EDN: https://elibrary.ru/LKWTXF
  27. Sharma, N., et al. (2020). Insights into the role of Streptomyces hydrogenans as the plant growth promoter, photosynthetic pigment enhancer and biocontrol agent against Meloidogyne incognita in Solanum lycopersicum seedlings. Plants, 9(9), 1–18. https://doi.org/10.3390/plants9091109. EDN: https://elibrary.ru/LUPQJL
  28. Park, E. J., et al. (2020). Evaluation of nematicidal activity of Streptomyces yatensis KRA 28 against Meloidogyne incognita. Journal of Microbiology and Biotechnology, 30(5), 700–707. https://doi.org/10.4014/jmb.1908.08038. EDN: https://elibrary.ru/LISEMJ
  29. Silva, G. da C., Kitano, I. T., Ribeiro, I. A. de F., & Lacava, P. T. (2022). The potential use of actinomycetes as microbial inoculants and biopesticides in agriculture. Frontiers in Soil Science, 2. https://doi.org/10.3389/fsoil.2022.833181
  30. Ran, Y., Zhang, Y., Wang, X., & Li, G. (2022). Nematicidal metabolites from the actinomycete Micromonospora sp. WH06. Microorganisms, 10(11). https://doi.org/10.3390/microorganisms10112274. EDN: https://elibrary.ru/ETFIDY
  31. Wahyudi, A. T., Priyanto, J. A., Fijrina, H. N., Mariastuti, H. D., & Nawangsih, A. A. (2019). Streptomyces spp. from rhizosphere soil of maize with potential as plant growth promoter. Biodiversitas, 20(9), 2547–2553. https://doi.org/10.13057/biodiv/d200916
  32. Omar, A. F., Abdelmageed, A. H. A., Al Turki, A., Abdelhameid, N. M., Sayyed, R. Z., & Rehan, M. (2022). Exploring the plant growth promotion of four Streptomyces strains from rhizosphere soil to enhance cucumber growth and yield. Plants, 11(23). https://doi.org/10.3390/plants11233316. EDN: https://elibrary.ru/CFMVGB
  33. Xu, L., Xu, W., Jiang, Y., Hu, F., & Li, H. (2015). Effects of interactions of auxin producing bacteria and bacterial feeding nematodes on regulation of peanut growths. PLOS ONE, 10(4). https://doi.org/10.1371/journal.pone.0124361. EDN: https://elibrary.ru/XQDFUH
  34. Sachman Ruíz, B., et al. (2022). Nematicidal, acaricidal and plant growth promoting activity of Enterobacter endophytic strains and identification of genes associated with these biological activities in the genomes. Plants, 11(22). https://doi.org/10.3390/plants11223136. EDN: https://elibrary.ru/ESDKPI
  35. Chouyia, F. E., Ventorino, V., & Pepe, O. (2022). Diversity, mechanisms and beneficial features of phosphate solubilizing Streptomyces in sustainable agriculture: A review. Frontiers in Plant Science, 13. https://doi.org/10.3389/fpls.2022.1035358. EDN: https://elibrary.ru/LZDCCT
  36. Hu, H., Gao, Y., Li, X., Chen, S., Yan, S., & Tian, X. (2020). Identification and nematicidal characterization of proteases secreted by endophytic bacteria Bacillus cereus BCM2. Phytopathology, 110(2), 336–344. https://doi.org/10.1094/PHYTO-05-19-0164-R. EDN: https://elibrary.ru/NWZSSR
  37. Geng, C., et al. (2016). A novel serine protease, Sep1, from Bacillus firmus DS 1 has nematicidal activity and degrades multiple intestinal associated nematode proteins. Scientific Reports, 6. https://doi.org/10.1038/srep25012
  38. Razzaq, A., et al. (2019). Microbial proteases applications. Frontiers in Bioengineering and Biotechnology, 7. https://doi.org/10.3389/fbioe.2019.00110. EDN: https://elibrary.ru/RBPIMS
  39. Lathro Anselme, A., Brou Roger, K., Grodji Albarin, G., Tacra Thierry, L., Konan Jean Louis, K., & Konan Jean, K. (2019). Essentials minerals in coconut water sugars from five coconuts (Cocos nucifera L.) varieties cultivated in Côte d’Ivoire. American Journal of Food and Nutrition, 7(3), 88–93. https://doi.org/10.12691/ajfn-7-3-3
  40. Zhang, Y., et al. (2024). Chemical components, nutritional value, volatile organic compounds and biological activities in vitro of coconut (Cocos nucifera L.) water with different maturities. Foods, 13(6). https://doi.org/10.3390/foods13060863. EDN: https://elibrary.ru/IYYPQG
  41. Murthy, N., & Bleakley, B. (2012). Simplified method of preparing colloidal chitin used for screening of chitinase producing microorganisms.
  42. Sasi, A., Duraipandiyan, N., Marikani, K., Dhanasekaran, S., Al Dayan, N., & Venugopal, D. (2020). Identification and characterization of a newly isolated chitinase producing strain Bacillus licheniformis SSCL 10 for chitin degradation. Archaea, 2020. https://doi.org/10.1155/2020/8844811. EDN: https://elibrary.ru/KZHQUM
  43. Gonfa, T. G., Negessa, A. K., & Bulto, A. O. (2023). Isolation, screening, and identification of chitinase producing bacterial strains from riverbank soils at Ambo, Western Ethiopia. Heliyon, 9(11). https://doi.org/10.1016/j.heliyon.2023.e21643. EDN: https://elibrary.ru/PLLXTO
  44. Chen, L., et al. (2015). Enhanced nematicidal potential of the chitinase pachi from Pseudomonas aeruginosa in association with Cry21Aa. Scientific Reports, 5. https://doi.org/10.1038/srep14395
  45. Nawaal, N., Guniarti, G., Moeljani, I. R., & Suryaminarsih, P. (2022). Application of Streptomyces sp. and Trichoderma sp. for promoting generative plants growth of cherry tomato (Lycopersicum cerasiformae Mill.). Planta Tropika: Jurnal Agrosains (Journal of Agro Science), 10(2), 126–131. https://doi.org/10.18196/pt.v10i2.11706. EDN: https://elibrary.ru/ELWGTM
  46. Vinod Kumar, N., Subha Rajam, K., & Esther Rani, M. (2017). Plant growth promotion efficacy of indole acetic acid (IAA) produced by a mangrove associated fungi — Trichoderma viride VKF3. International Journal of Current Microbiology and Applied Sciences, 6(11), 2692–2701. https://doi.org/10.20546/ijcmas.2017.611.317
  47. Sari, M., Nawangsih, A. A., & Wahyudi, A. T. (2021). Rhizosphere Streptomyces formulas as the biological control agent of phytopathogenic fungi Fusarium oxysporum and plant growth promoter of soybean. Biodiversitas, 22(6), 3015–3023. https://doi.org/10.13057/biodiv/d220602. EDN: https://elibrary.ru/ZXAYPO
  48. Devi, V. V., Rani, K. C. M. E., Asaph, R. S., Suresh, P., Gomathinayagam, S., & Shanmugaiah, V. (2024). Prevalent plant growth hormone indole 3 acetic acid produced by Streptomyces sp. VSMKU1027 and its potential antifungal activity against phytofungal pathogens. Journal of Pure and Applied Microbiology, 18(4), 2721–2733. https://doi.org/10.22207/JPAM.18.4.45. EDN: https://elibrary.ru/KYMBID
  49. Nafady, N. A., et al. (2022). Effective and promising strategy in management of tomato root knot nematodes by Trichoderma harzianum and arbuscular mycorrhizae. Agronomy, 12(2). https://doi.org/10.3390/agronomy12020315. EDN: https://elibrary.ru/SUSSGN
  50. Dhayal, R., et al. (2023). In vitro evaluation of bio agents on hatching and mortality of root knot nematode, Meloidogyne javanica. Biological Forum — An International Journal, 15(8), 357.
  51. Pontes, K. B., et al. (2024). Efficacy of microbiological nematicides in controlling root knot nematodes in tomato. Frontiers in Agronomy, 6. https://doi.org/10.3389/fagro.2024.1462323. EDN: https://elibrary.ru/JLEPOM

Arquivos suplementares

Arquivos suplementares
Ação
1. JATS XML
Baixar


Creative Commons License
Este artigo é disponível sob a Licença Creative Commons Atribuição–NãoComercial–SemDerivações 4.0 Internacional.

Согласие на обработку персональных данных с помощью сервиса «Яндекс.Метрика»

1. Я (далее – «Пользователь» или «Субъект персональных данных»), осуществляя использование сайта https://journals.rcsi.science/ (далее – «Сайт»), подтверждая свою полную дееспособность даю согласие на обработку персональных данных с использованием средств автоматизации Оператору - федеральному государственному бюджетному учреждению «Российский центр научной информации» (РЦНИ), далее – «Оператор», расположенному по адресу: 119991, г. Москва, Ленинский просп., д.32А, со следующими условиями.

2. Категории обрабатываемых данных: файлы «cookies» (куки-файлы). Файлы «cookie» – это небольшой текстовый файл, который веб-сервер может хранить в браузере Пользователя. Данные файлы веб-сервер загружает на устройство Пользователя при посещении им Сайта. При каждом следующем посещении Пользователем Сайта «cookie» файлы отправляются на Сайт Оператора. Данные файлы позволяют Сайту распознавать устройство Пользователя. Содержимое такого файла может как относиться, так и не относиться к персональным данным, в зависимости от того, содержит ли такой файл персональные данные или содержит обезличенные технические данные.

3. Цель обработки персональных данных: анализ пользовательской активности с помощью сервиса «Яндекс.Метрика».

4. Категории субъектов персональных данных: все Пользователи Сайта, которые дали согласие на обработку файлов «cookie».

5. Способы обработки: сбор, запись, систематизация, накопление, хранение, уточнение (обновление, изменение), извлечение, использование, передача (доступ, предоставление), блокирование, удаление, уничтожение персональных данных.

6. Срок обработки и хранения: до получения от Субъекта персональных данных требования о прекращении обработки/отзыва согласия.

7. Способ отзыва: заявление об отзыве в письменном виде путём его направления на адрес электронной почты Оператора: info@rcsi.science или путем письменного обращения по юридическому адресу: 119991, г. Москва, Ленинский просп., д.32А

8. Субъект персональных данных вправе запретить своему оборудованию прием этих данных или ограничить прием этих данных. При отказе от получения таких данных или при ограничении приема данных некоторые функции Сайта могут работать некорректно. Субъект персональных данных обязуется сам настроить свое оборудование таким способом, чтобы оно обеспечивало адекватный его желаниям режим работы и уровень защиты данных файлов «cookie», Оператор не предоставляет технологических и правовых консультаций на темы подобного характера.

9. Порядок уничтожения персональных данных при достижении цели их обработки или при наступлении иных законных оснований определяется Оператором в соответствии с законодательством Российской Федерации.

10. Я согласен/согласна квалифицировать в качестве своей простой электронной подписи под настоящим Согласием и под Политикой обработки персональных данных выполнение мною следующего действия на сайте: https://journals.rcsi.science/ нажатие мною на интерфейсе с текстом: «Сайт использует сервис «Яндекс.Метрика» (который использует файлы «cookie») на элемент с текстом «Принять и продолжить».