The Effect of Cholesterol on Spermatozoa Membranes: Investigation Using Spin Probes

Cover Page

Cite item

Full Text

Open Access Open Access
Restricted Access Access granted
Restricted Access Subscription Access

Abstract

Cholesterol plays an important role in the structural organization and functioning of sperm membranes. The purpose of this work was to study the structural changes of human sperm membranes using spin probes after removing cholesterol from them with the help of methyl-β-cyclodextrin, which binds cholesterol. Using a model system (liposomes with different cholesterol content), it was shown that the presence of cholesterol in liposomes affects the EPR spectra of the spin probe of 5-doxyl-stearic acid dissolved in the lipid bilayer, causing an increase in the microviscosity of the membrane. The extraction of cholesterol from sperm membranes by spermatozoa treatment with methyl-β-cyclodextrines caused changes in the EPR spectra of 5-doxyl-stearic acid dissolved in sperm membranes, demonstrating the membrane fluidization.

About the authors

A. G Mironova

N.M. Emanuel Institute of Biochemical Physics, Russian Academy of Sciences

Email: agm90@mail.ru
Moscow, Russia

B. V Trubitsin

Lomonosov Moscow State University

Moscow, Russia

E. Yu Simonenko

Lomonosov Moscow State University

Moscow, Russia

A. V Sybachin

Lomonosov Moscow State University

Moscow, Russia

S. A Yakovenko

Lomonosov Moscow State University

Moscow, Russia

A. N Tikhonov

N.M. Emanuel Institute of Biochemical Physics, Russian Academy of Sciences

Moscow, Russia

References

  1. Tong J., Briggs M. M., and McIntosh T. J. Water permeability of aquaporin-4 channel depends on bilayer composition, thickness, and elasticity. Biophys. J., 103 (9), 1899– 1908 (2012). doi: 10.1016/J.BPJ.2012.09.025
  2. Zakim D. The role of membrane lipids in the regulation of membrane-bound enzymes. Progr. Liver Dis., 8, 65–80 (1986).
  3. Reichow S. L. and Gonen T. Lipid-protein interactions probed by electron crystallography. Curr. Opin. Struct. Biol.., 19 (5), 560–565 (2009).doi: 10.1016/J.SBI.2009.07.012
  4. Simons K. and Toomre D. Lipid rafts and signal transduction. Nature Rev. Mol. Cell Biol., 1 (1), 31–39 (2000).doi: 10.1038/35036052
  5. Keber R., Rozman D., and Horvat S. Sterols in spermatogenesis and sperm maturation. J. Lipid Res., 54 (1), 20–33 (2013). doi: 10.1194/JLR.R032326
  6. Garolla A., Šabović I., Tescari S., De Toni L., Menegazzo M., Cosci I., De Filippis V., Giarola M., and Foresta C. Impaired sperm function in infertile men relies on the membrane sterol pattern. Andrology, 6 (2), 325– 334 (2018). doi: 10.1111/ANDR.12468
  7. Moon K. H. and Bunge R. G. Observations on the biochemistry of human semen. 4. Cholesterol. Fertil. Steril., 21 (1), 80–83 (1970).doi: 10.1016/S0015-0282(16)37272-7
  8. Ohvo-Rekilä H., Ramstedt B., Leppimäki P., and Slotte J. P. Cholesterol interactions with phospholipids in membranes. Prog. Lipid Res., 41 (1), 66–97 (2002).doi: 10.1016/S0163-7827(01)00020-0.
  9. Johnson G. D., Lalancette C., Linnemann A. K., Leduc F., Boissonneault G., and Krawetz S. A. The sperm nucleus: chromatin, RNA, and the nuclear matrix. Reproduction, 141(1), 21–36 (2011).doi: 10.1530/REP-10-0322
  10. Sosnicki D. M., Cohen R., Asano A., Nelson J. L., Mukai C., Comizzoli P., and Travis A. J. Segmental differentiation of the murine epididymis: identification of segment-specific, GM1-enriched vesicles and regulation by luminal fluid factors. Biol. Reprod., 109 (6), 864–877 (2023). doi: 10.1093/BIOLRE/IOAD120
  11. Cheng X., Xie H., Xiong Y., Sun P., Xue Y., and Li K. Lipidomics profiles of human spermatozoa: insights into capacitation and acrosome reaction using UPLC-MS-based approach. Front. Endocrinol. (Lausanne), 14, 1273878 (2023). doi: 10.3389/FENDO.2023.1273878
  12. Gangwar D. K. and Atreja S. K. Signalling events and associated pathways related to the mammalian sperm capacitation. Reprod. Domest. Anim., 50 (5), 705–711 (2015). doi: 10.1111/RDA.12541
  13. Suhaiman L. and Belmonte S. A. Lipid remodeling in acrosome exocytosis: unraveling key players in the human sperm. Front. Cell Devel. Biol., 12, 1457638 (2024).
  14. Cohen R., Mukai C., and Travis A. J. Lipid regulation of acrosome exocytosis. Adv. Anat. Embryol. Cell Biol., 220, 107–127 (2016). doi: 10.1007/978-3-319-30567-7_6
  15. Bernecic N. C., Gadella B. M., de Graaf S. P., and LeahyT. Synergism between albumin, bicarbonate and cAMP upregulation for cholesterol efflux from ram sperm. Reproduction, 160 (2), 269–280 (2020).doi: 10.1530/REP-19-0430
  16. Bernecic N. C., de Graaf S. P., Leahy T., and Gadella B. M. HDL mediates reverse cholesterol transport from ram spermatozoa and induces hyperactivated motility. Biol. Reprod., 104 (6), 1271–1281 (2021).doi: 10.1093/BIOLRE/IOAB035
  17. Leahy T. and Gadella B. M. New insights into the regulation of cholesterol efflux from the sperm membrane. Asian. J. Androl., 17 (4), 561–567 (2015).doi: 10.4103/1008-682X.153309
  18. Elzanaty S., Erenpreiss J., and Becker C. Seminal plasma albumin: origin and relation to the male reproductive parameters. Andrologia, 39 (2), 60–65 (2017).doi: 10.1111/J.1439-0272.2007.00764.X
  19. Jafurulla M. and Chattopadhyay A. Structural stringency of cholesterol for membrane protein function utilizing stereoisomers as novel tools: A review. Methods Mol. Biol., 1583, 21–39 (2017). doi: 10.1007/978-1-4939-6875-6_3
  20. Yeagle P. L. Modulation of membrane function by cholesterol. Biochimie, 73 (10), 1303–1310 (1991).doi: 10.1016/0300-9084(91)90093-G
  21. Накидкина А. Н. и Кузьмина Т. И. Гомеостаз кальция в сперматозоидах: механизмы регуляции и биологическая роль. Биологич. мембраны, 39 (1), 3–17 (2022). doi: 10.31857/S0233475522010078
  22. Grouleff J., Irudayam S. J., Skeby K. K., and Schiøtt B. The influence of cholesterol on membrane protein structure, function, and dynamics studied by molecular dynamics simulations. Biochim. Biophys. Acta, 1848 (9), 1783–1795 (2015).doi: 10.1016/J.BBAMEM.2015.03.029
  23. Suwattanasophon C., Wolschann P., and Faller R. Molecular dynamics simulations on the interaction of the transmembrane NavAb channel with cholesterol and lipids in the membrane. J. Biomol. Struct. Dyn., 34 (2), 318– 326 (2016). doi: 10.1080/07391102.2015.1030691
  24. Yesylevskyy S. and Demchenko A. Cholesterol behavior in asymmetric lipid bilayers: insights from molecular dynamics simulations. Methods Mol. Biol., 1232, 291–306 (2015). doi: 10.1007/978-1-4939-1752-5_20
  25. De Toni L., Sabovic I., De Filippis V., Acquasaliente L., Peterle D., Guidolin D., Sut S., Di Nisio A., Foresta C., and Garolla A. Sperm cholesterol content modifies sperm function and TRPV1-mediated sperm migration. Int. J. Mol. Sci., 22 (6), 3126 (2021).doi: 10.3390/IJMS22063126
  26. Han S., Chu X. P., Goodson R., Gamel P., Peng S., Vance J., and Wang S. Cholesterol inhibits human voltage-gated proton channel hHv1. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 119 (36), e2205420119 (2022).doi: 10.1073/PNAS.2205420119
  27. Vaquer C. C., Suhaiman L., Pavarotti M. A., Arias R. J., Pacheco Guiñazú A. B., De Blas G. A., and Belmonte S. A. The pair ceramide 1-phosphate/ceramide kinase regulates intracellular calcium and progesteroneinduced human sperm acrosomal exocytosis. Front. Cell Dev. Biol., 11, 1148831 (2023).doi: 10.3389/FCELL.2023.1148831
  28. Vaquer C. C., Suhaiman L., Pavarotti M. A., De Blas G. A., and Belmonte S.A. Ceramide induces a multicomponent intracellular calcium increase triggering the acrosome secretion in human sperm. Biochim. Biophys. Acta Mol. Cell Res., 1867 (7), 118704 (2020).doi: 10.1016/J.BBAMCR.2020.118704
  29. De Toni L., Cosci I, Sabovic I., Di Nisio A., Guidolin D., Pedrucci F., Finocchi F., Dall’Acqua S., Foresta C., Ferlin A., and Garolla A. Membrane cholesterol inhibits progesterone-mediated sperm function through the possible involvement of ABHD2. Int. J. Mol. Sci., 24 (11), 9254 (2023). doi: 10.3390/IJMS24119254
  30. Belmonte S. A., López C. I., Roggero C. M., De Blas G. A., Tomes C. N., and Mayorga L. S. Cholesterol content regulates acrosomal exocytosis by enhancing Rab3A plasma membrane association. Dev. Biol., 285 (2), 393–408 (2005). doi: 10.1016/J.YDBIO.2005.07.001
  31. Davis M. E. and Brewster M. E. Cyclodextrin-based pharmaceutics: past, present and future. Nat. Rev. Drug Discov., 3, 1023–1035 (2004). doi: 10.1038/NRD1576
  32. Christian A. E., Haynes M. P., Phillips M. C., and Rothblat G. H. Use of cyclodextrins for manipulating cellular cholesterol content. J. Lipid Res., 38, 2264–2272 (1997). doi: 10.1016/S0022-2275(20)34940-3
  33. Kilsdonk E. P. C., Yancey P. G., Stoudt G. W., Bangerter F. W., Johnson W. J., Phillips M. C., and Rothblat G. H. Cellular cholesterol efflux mediated by cyclodextrins. J. Biol. Chem., 270, 17250–17256 (1995).doi: 10.1074/JBC.270.29.17250
  34. Castagne D., Fillet M., Delattre L., Evrard B., Nusgens B., and Piel G. Study of the cholesterol extraction capacity of β-cyclodextrin and its derivatives, relationships with their effects on endothelial cell viability and on membrane models. J. Incl. Phenom. Macrocycl. Chem., 63, 225–231 (2009).doi: 10.1007/S10847-008-9510-9/METRICS
  35. Szente L. and Fenyvesi É. Cyclodextrin-lipid complexes: cavity size matters. Struct. Chem., 28, 479–492 (2017). doi: 10.1007/S11224-016-0884-9/METRICS
  36. Ohtani Y., Irie T., Uekama K., Fukunaga K., and Pitha J. Differential effects of alpha-, betaand gamma-cyclodextrins on human erythrocytes. Eur. J. Biochem., 186, 17–22 (1989). doi: 10.1111/J.1432-1033.1989.TB15171.X
  37. Wenz G. Influence of intramolecular hydrogen bonds on the binding potential of methylated β-cyclodextrin derivatives. Beilstein J. Org. Chem., 8, 1890–1895 (2012).doi: 10.3762/BJOC.8.218
  38. Fenyvesi É., Szemán J., Csabai K., Malanga M., and Szente L. Methyl-beta-cyclodextrins: the role of number and types of substituents in solubilizing power. J. Pharm. Sci., 103, 1443–1452 (2014). doi: 10.1002/JPS.23917
  39. WHO laboratory manual for the examination and processing of human semen. World Health Organization, 6, 1– 276 (2021).
  40. Schorn K. and Marsh D. Extracting order parameters from powder EPR lineshapes for spin-labelled lipids in membranes. Spectrochim. Acta Part A: Mol. Biomol. Spectroscopy, 53 (12), 2235–2240 (1997).
  41. Кузнецов А. Н. Метод спинового зонда (Мир, М., 1976).
  42. McConnell H. M. and McFarland B. G. Physics and chemistry of spin labels. Q. Rev. Biophys., 3 (1), 91–136 (1970). doi: 10.1017/S003358350000442X.
  43. Jost P., Libertini L. J., Hebert V. C., and Griffith O. H. Lipid spin labels in lecithin multilayers. A study of motion along fatty acid chains. J. Mol. Biol., 59 (1), 77–98 (1971). doi: 10.1016/0022-2836(71)90414-1
  44. Keith A. D., Sharnoff M., and Cohn G. E. A summary and evaluation of spin labels used as probes for biological membrane structure. Biochim. Biophys. Acta, 300 (4), 379–419 (1973). doi: 10.1016/0304-4157(73)90014-2
  45. Hubbell W. L. and McConnell H. M. Molecular motion in spin-labeled phospholipids and membranes. J. Am. Chem. Soc., 93 (2), 314–326 (1971).doi: 10.1021/JA00731A005.
  46. Seelig J. Spin label studies of oriented smectic liquid crystals (a model system for bilayer membranes). J. Amer. Chem. Soc., 92 (13), 3881–3887 (1970).
  47. Hubbell W. L. and McConnell H. M. Orientation and motion of amphiphilic spin labels in membranes. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 64 (1), 20–27 (1969).doi: 10.1073/PNAS.64.1.20
  48. Tikhonov A. N. and Subczynski W. K. Application of spin labels to membrane bioenergetics: Photosynthetic systems of higher plants. In: Biomedical EPR, Part A: Free Radicals, Metals, Medicine, and Physiology (Biological Magnetic Resonance, vol. 23), Ed. by S.R. Eaton, G.R. Eaton, and L.J. Berliner (Springer, Boston, USA, 2005), pp. 147– 194. doi: 10.1007/0-387-26741-7_8
  49. Hsia J. C., Schneider H., and Smith I. C. A spin label study of the influence of cholesterol on phospholipid multibilayer structures. Can. J. Biochem., 49 (5), 514–522 (1971).
  50. Lapper R. D., Paterson S. J., and Smith I. C. A spin label study of the influence of cholesterol on egg lecithin multibilayers. Can. J. Biochem., 50 (9), 869–881 (1972).
  51. Schreier-Muccillo S., Butler K. W., and Smith I. C. Structural requirements for the formation of ordered lipid multibilayers a spin probe study. Arch. Biochem. Biophys., 159 (1), 297–311 (1973).doi: 10.1016/0003-9861(73)90456-6
  52. Smith I. C. P. A spin label study of the organization and fluidity of hydrated phospholipid multibilayers— a model membrane system. Chimia, 25 (11), 349–349 (1971).
  53. Mailer C., Taylor C. P., Schreier-Muccillo S., and Smith I. C. The influence of cholesterol on molecular motion in egg lecithin bilayers—a variable-frequency electron spin resonance study of a cholestane spin probe. Arch. Biochem. Biophys., 163 (2), 671–678 (1974).doi: 10.1016/0003-9861(74)90528-1
  54. McIntosh T. J. The effect of cholesterol on the structure of phosphatidylcholine bilayers. Biochim. Biophys. Acta, 513 (1), 43–58 (1978).doi: 10.1016/0005-2736(78)90110-4.
  55. Pan J., Tristram-Nagle S., and Nagle J. F. Effect of cholesterol on structural and mechanical properties of membranes depends on lipid chain saturation. Phys. Rev. E. Stat. Nonlin. Soft Matter Phys., 80 (2), 021931 (2009). doi: 10.1103/PHYSREVE.80.021931
  56. Дзюба С. А. Изучение структуры биологических мембран с помощью ESEEM спектроскопии спиновых меток и дейтериевого замещения. Успехи химии, 76 (8), 752–767 (2007).
  57. Doole F. T., Kumarage T., Ashkar R., and Brown M. F. Cholesterol stiffening of lipid membranes. J. Membr. Biol., 255 (4–5), 385–405 (2022).doi: 10.1007/S00232-022-00263-9.
  58. Nagle J. F. Measuring the bending modulus of lipid bilayers with cholesterol. Phys. Rev. E., 104 (4-1), 044405 (2021). doi: 10.1103/PHYSREVE.104.044405
  59. Chen Z. and Rand R. P. The influence of cholesterol on phospholipid membrane curvature and bending elasticity. Biophys. J., 73 (1), 267–276 (1997).doi: 10.1016/S0006-3495(97)78067-6
  60. Moore A. I., Squires E. L., and Graham J. K. Adding cholesterol to the stallion sperm plasma membrane improves cryosurvival. Cryobiology, 51, 241–249 (2005).doi: 10.1016/J.CRYOBIOL.2005.07.004
  61. Su bczynski W. K., Pasenkiewicz-Gierula M., Widomska J., Mainali L., and Raguz M. High cholesterol/low cholesterol: Effects in biological membranes: a review. Cell Biochem. Biophys., 75, 369–385 (2017).doi: 10.1007/S12013-017-0792-7
  62. Миронова А. Г., Афанасьева С. И., Яковенко С. А., Тихонов А. Н. и Симоненко Е. Ю. Использование комплексов включения холестерина на основе произвольно метилированных бета-циклодекстринов для повышения криотолерантности сперматозоидов человека. Биофизика, 69 (6), 1390–1401 (2024).doi: 10.31857/S0006302924060249

Supplementary files

Supplementary Files
Action
1. JATS XML
Download

Copyright (c) 2025 Russian Academy of Sciences

Согласие на обработку персональных данных с помощью сервиса «Яндекс.Метрика»

1. Я (далее – «Пользователь» или «Субъект персональных данных»), осуществляя использование сайта https://journals.rcsi.science/ (далее – «Сайт»), подтверждая свою полную дееспособность даю согласие на обработку персональных данных с использованием средств автоматизации Оператору - федеральному государственному бюджетному учреждению «Российский центр научной информации» (РЦНИ), далее – «Оператор», расположенному по адресу: 119991, г. Москва, Ленинский просп., д.32А, со следующими условиями.

2. Категории обрабатываемых данных: файлы «cookies» (куки-файлы). Файлы «cookie» – это небольшой текстовый файл, который веб-сервер может хранить в браузере Пользователя. Данные файлы веб-сервер загружает на устройство Пользователя при посещении им Сайта. При каждом следующем посещении Пользователем Сайта «cookie» файлы отправляются на Сайт Оператора. Данные файлы позволяют Сайту распознавать устройство Пользователя. Содержимое такого файла может как относиться, так и не относиться к персональным данным, в зависимости от того, содержит ли такой файл персональные данные или содержит обезличенные технические данные.

3. Цель обработки персональных данных: анализ пользовательской активности с помощью сервиса «Яндекс.Метрика».

4. Категории субъектов персональных данных: все Пользователи Сайта, которые дали согласие на обработку файлов «cookie».

5. Способы обработки: сбор, запись, систематизация, накопление, хранение, уточнение (обновление, изменение), извлечение, использование, передача (доступ, предоставление), блокирование, удаление, уничтожение персональных данных.

6. Срок обработки и хранения: до получения от Субъекта персональных данных требования о прекращении обработки/отзыва согласия.

7. Способ отзыва: заявление об отзыве в письменном виде путём его направления на адрес электронной почты Оператора: info@rcsi.science или путем письменного обращения по юридическому адресу: 119991, г. Москва, Ленинский просп., д.32А

8. Субъект персональных данных вправе запретить своему оборудованию прием этих данных или ограничить прием этих данных. При отказе от получения таких данных или при ограничении приема данных некоторые функции Сайта могут работать некорректно. Субъект персональных данных обязуется сам настроить свое оборудование таким способом, чтобы оно обеспечивало адекватный его желаниям режим работы и уровень защиты данных файлов «cookie», Оператор не предоставляет технологических и правовых консультаций на темы подобного характера.

9. Порядок уничтожения персональных данных при достижении цели их обработки или при наступлении иных законных оснований определяется Оператором в соответствии с законодательством Российской Федерации.

10. Я согласен/согласна квалифицировать в качестве своей простой электронной подписи под настоящим Согласием и под Политикой обработки персональных данных выполнение мною следующего действия на сайте: https://journals.rcsi.science/ нажатие мною на интерфейсе с текстом: «Сайт использует сервис «Яндекс.Метрика» (который использует файлы «cookie») на элемент с текстом «Принять и продолжить».