Описание новых штаммов и особенности ультратонкого строения клеток пурпурной серной бактерии Thiorhodospira sibirica

Полный текст

Пурпурные серные бактерии являются обширной группой микроорганизмов, в которую входят представители семейств Chromatiaceae, Ectothiorhodospiraceae и Halorhodospiraceae (Imhoff et al., 2022). Между фототрофными бактериями этих семейств существует легко выявляемое четкое морфологическое различие. Бактерии Chromatiaceae образуют видимые под световым микроскопом глобулы элементной серы внутри клеток бактерий, тогда как Ectothiorhodospiraceae и Halorhodospiraceae откладывают серные глобулы вне клеток (Imhoff 2005a; Frigaard, Dahl, 2009; Oren 2014; Dahl, 2017). Исключением является алкалофильная галотолерантная пурпурная серная бактерия Thiorhodospira sibirica, которая относится к сем. Ectothiorhodospiraceae, но глобулы элементной серы, образующиеся как промежуточный продукт окисления сульфида, накапливает внутри клеток (Bryantseva et al., 1999). Эта бактерия имеет крупный размер (3–4 × 7–20 мкм) и вибриоидную или спирилловидную форму клеток, что делает ее морфологически сходной с бактерией сем. Chromatiaceae Thiospirillum jenense (Imhoff, 2005b).

У Trs. sibirica также отмечены другие уникальные свойства. Спектр поглощения бактериохлорофилла (бхл) а не имеет аналогов и характерен только для этого вида (Bryantseva et al., 1999). В целых клетках он имеет четыре максимума поглощения в ближней инфракрасной области (799, 830, 858 и 901 нм), в то время как у большинства пурпурных серных бактерий – три пика (800, 850 и 870–880 нм). Только некоторые виды показывают максимумы поглощения при 820–830 нм при одновременном исчезновении пика при 850 нм, что большей частью вызвано уменьшением интенсивности света при культивировании (Sidorova et al., 1998).

Кроме того, внутренние фотосинтетические мембраны Trs. sibirica расположены необычным образом. Длинные пряди ламелл пронизывают клетку, могут образовывать завитки и располагаться по периферии клетки, тогда как у видов Ectothiorhodospiraceae и Halorhodospiraceae ламеллы располагаются в упорядоченные стопки. Такое необычное строение мембранного аппарата фотосинтеза не встречалось ранее до описания Trs. sibirica. Позднее такие же ламеллы были обнаружены у другой крупной пурпурной серной бактерии Ectothiorhodospira magna (Bryantseva et al., 2010). Возможно, подобная организация внутренних фотосинтетических мембран связана с большим размером клеток этих бактерий.

Филогенетический анализ, основанный на сравнении последовательностей генов 16S рРНК показывает, что Trs. sibirica относятся к семейству Ectothiorhodospiraceae и имеет 91.7–94.6% сходства с другими видами этого семейства (Bryantseva et al., 1999). Данные анализа полного генома Trs. sibirica подтверждают выделение этой бактерии в отдельный род сем. Ectothiorhodospiraceae. На геномном филогенетическом дереве Trs. sibirica образовывает отдельную ветвь, средний процент идентичности нуклеотидов (ANI) составляет 68.3–70% относительно других видов Ectothiorhodospiraceae, что соответствует родовому разграничению (Imhoff et al., 2022). Содержание Г + Ц в ДНК у Trs. sibirica низкое и составляет 56–57.4 (T_m) и 56.7 (геномные данные) мол. %, в отличие от 60.9–68.3 мол. % (геномные данные) у других видов этого семейства (Imhoff et al., 2022). Только Ectothiorhodosinus mongolicus имеет близкое содержание Г + Ц в ДНК –57.5 (T_m) и 55.6 (геномные данные) мол. % (Gorlenko et al., 2004).

Из небольшого меромиктического содового озера Soap Lake (США) из пробы природной воды с глубины 22 м (максимальная глубина озера составляет ≈24 м) был выделен новый алкалофильный галотолерантный штамм пурпурной серной бактерии, обозначенный SLG (Asao et al., 2011). По результатам анализа последовательности гена 16S рРНК (98.4% сходства с Trs. sibirica А12^Т) этот штамм был идентифицирован как Thiorhodospira sp. Клетки штамма SLG имеют форму вибриона размером 1–2 × 3–6 мкм, образуют глобулы элементной серы, которые кажутся расположенными внутри клеток. Но более тщательное микроскопическое исследование показало, что, скорее всего, серные глобулы прикреплены к внешней поверхности клеток, а не находятся внутри. Спектр поглощения in vivo бактерий штамма SLG имеет три максимума поглощения бхл а. Внутриклеточное расположение фотосинтетических мембран не было определено. Таким образом, штамм SLG хоть и был отнесен к роду Thiorhodospira, но не имел уникальных фенотипических свойств, присущих виду Trs. sibirica.

За четверть века с первого упоминания о Trs. sibirica только дважды сообщалось о выделении новых штаммов, точно относящихся к этому виду (Tourova et al., 2011; Burganskaya et al., 2018). Детальное исследование свойств этих штаммов не проводилось. Все штаммы Trs. sibirica, включая типовой, были изолированы из мелководных степных слабоминерализованных содовых озер одного и того же географического региона (Бурятия и Забайкальский край, Россия).

Данная работа представляет обобщенные результаты многолетних исследований свойств новых и уже известных штаммов уникальной пурпурной серной бактерии Trs. sibirica.

МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ

Объект исследования. Объектом исследования были пять штаммов пурпурной серной бактерии Trs. sibirica: A12^T (=ATCC 700588^T), BG35, М31, B8-1 и Kir-3. Все штаммы были выделены из природных образцов, отобранных в прибрежной зоне содовых озер (минерализация 1.94–35 г/л; рН 9.0–9.8), расположенных в Забайкальском крае и Республике Бурятия (Россия) и северо-восточной части Монголии в период с 1995 по 2015 годы.

В экспериментах по определению внутриклеточной локализации серных глобул, образующихся в процессе окисления сульфида, для сравнения в качестве контроля служила пурпурная серная бактерия Thioalkalicoccus limnaeus A26^T (= ATCC BAA32^T).

Культивирование. Культивирование исследованных штаммов Trs. sibirica проводили на среде следующего состава (г/л): NH₄Cl – 0.5; KH₂PO₄ – 0.5; MgCl₂ – 0.2; NaCl – 0.5; NaHCO₃ – 2.5; Na₂CO₃ – 2.5; дрожжевого экстракта – 0.1; ацетата натрия – 0.5; Na₂S‧ 9H₂O – 0.5–0.7; витамина В₁₂ – 20 мкг/л; раствора микроэлементов – 1 мл; pH 9.0–9.5. Растворы NaHCO₃ (10%), Na₂CO₃ (10%) и сульфида (10%) готовили и стерилизовали отдельно. Непосредственно перед посевом в основную среду вносили необходимое количество ингредиентов из данных растворов. Культуры выращивали фототрофно в анаэробных условиях при температуре 25–30°С и интенсивности света 2000 лк. Чистые культуры получали методом предельных разведений после многократного пересева отдельных колоний, выросших на агаризованной среде (0.8%). На жидких средах культуры выращивали в стеклянных флаконах с завинчивающимися крышками.

Морфология и тонкое строение. Морфологию бактериальных клеток изучали с помощью светового микроскопа Olympus BX 41 (“Olympus”, Токио, Япония). Целые клетки и ультратонкие срезы исследовали под электронным микроскопом JEOL JEM-100C (“JEOL”, Токио, Япония) при 80 кВ. Целые клетки контрастировали 1% фосфорновольфрамовой кислотой. Для получения ультратонких срезов использовали описанный ранее метод (Ryter, Kellenberger, 1958; Bryantseva et al., 2000). Полученные срезы клеток помещали на медные сеточки, покрытые коллодиевой пленкой (2% раствор коллодий в амилацетате) и напыленные углеродом, контрастировали цитратом свинца (Reynolds, 1963) и исследовали под электронным микроскопом. Для выявления локализации глобул серы клетки бактерий дополнительно обрабатывали 2% раствором AgNO₃, а затем осуществляли вышеперечисленные процедуры за исключением контрастирования (Scheminzky et al., 1972).

Пигменты. Спектры поглощения пигментов определяли в диапазоне 350–1100 нм на спектрофотометре СФ-56А (“ЛОМО”, Санкт-Петербург, Россия), как для целых клеток (ресуспендированных в 50% глицерине), так и в ацетон-метанольных (7 : 2, об./об.) экстрактах.

Физиология. Отношение бактерий к кислороду выясняли по характеру роста в столбиках агаризованной среды (0.7%) в пробирках под ватными пробками. Расстояние заметного бактериального роста от поверхности среды регистрировали через две недели. Для определения пригодных для фототрофного роста субстратов использовали минеральную среду с сульфидом (0.5 г/л) и небольшим количеством дрожжевого экстракта (0.05 г/л). Тестируемые органические вещества вносили в концентрации 0.5 г/л. При выяснении потребностей исследуемых бактерий в минеральных донорах электронов, а также проверки их способности расти при разных значениях рН и концентрациях NaCl применяли основную среду, варьируя состав тестируемых параметров и компонентов. Требуемый pH регулировали добавлением HCl или Na₂CO₃ (растворы 18.25 или 53 г/л соответственно). Прирост биомассы определяли с помощью фотометра КФК-3 (Сергиев Посад, Россия) по оптической плотности суспензии при длине волны 650 нм в стационарной фазе роста, когда культура практически не содержала элементной серы. Содержание S₂O₃^2–, SO₃^2– и H₂S + HS^– определяли йодометрическим титрованием (Резников и соавт., 1970). Сульфат определяли нефелометрическим методом (Dodgson, 1961).

Молекулярно-генетические исследования. ДНК чистых культур выделяли по методу Мармура (1961). Содержание Г + Ц в ДНК определяли методом термической денатурации (Owen et al., 1969). Гомологию ДНК определяли методом оптической реассоциации (De Lay et al., 1970). Для установления филогенетического родства штаммов использовали последовательности 16S рРНК генов со следующими номерами доступа в Genbank: NR_028867 (Trs. sibirica А12^Т = ATCC 700588^T), HQ877088 (Trs. sibirica B8-1), KY620119 (Trs. sibirica Kir-3), EU908045 (Thiorhodospira sp. SLG), NR_108987 (Ect. magna DSM 22250^T), X93476 (Ect. marina DSM 241^T), HG970164 (Ect. mobilis DSM 237^T), X93479 (Ect. haloalkaliphila BN 9903^T), HG970163 (Ect. marismortui DSM 4180^T), M59151 (Ect. shaposhnikovi DSM 243^T), FR733667 (Ect. vacuolata DSM 2111^T), AM943121 (Ect. variabilis DSM 21381^T), FM244738 (Ect. salini JA430^T), OQ618219 (Ect. lacustris DSM 116064^T), NR_042831 (Ect. mongolicus DSM 15479^T) и CP000544 (Halorhodospira halophila DSM 244^T) . Выравнивание последовательностей для сравнений 16S рРНК генов было выполнено с помощью программы Mafft v.7 (https://mafft.cbrc.jp/alignment/server/index.html). Построение филогенетического дерева реализовано в программе Mega6. Попарные сравнения последовательностей 16S рРНК генов проводили с использованием BLAST (https://blast.ncbi.nlm.nih.gov/Blast.cgi/, по состоянию на 6 мая 2024 г.).

РЕЗУЛЬТАТЫ И ОБСУЖДЕНИЕ

Характеристика природного местообитания. Все штаммы Trs. sibirica были выделены из степных содовых озер, расположенных в Забайкальском крае и Республике Бурятия (Россия) и северо-восточной части Монголии (табл. 1). Этот регион имеет резко континентальный климат, для которого характерны большие перепады суточных (до 20–25°С) и годовых (от 40 до –40°С) температур, а также большая сухость воздуха и малое количество атмосферных осадков (средняя годовая сумма 250–270 мм), выпадающих преимущественно в летний период (более 70%).

Таблица 1. Исследованные штаммы Trs. sibirica и характеристика их местообитаний

Примечание. Н.д. ‒ нет данных.

Озера, из которых выделены штаммы, представляют собой в основном небольшие и мелководные (<1 км² и <1 м соответственно), часто пересыхающие водоемы с разной степенью минерализации, в которых помимо содержания карбонатов, за счет которых формируются стабильные щелочные условия с рН выше 9.0, присутствуют хлорид натрия или сульфат натрия. Минерализация воды в озерах формируется в ходе концентрации раствора при испарении и вымораживании. Озера имеют ограниченный водосбор, а климатические условия региона приводят к очень неустойчивому водному и химическому режиму озер. Минерализация озер меняется, причем не только в течение года, но и в одни и те же периоды разных лет в зависимости от метеорологических условий.

Источником выделения всех штаммов Trs. sibirica были образцы тонких (1–5 мм) цианобактериальных матов и/или микробных пленок, образующихся на поверхности ила и на разлагающейся растительной массе в прибрежной зоне содовых озер.

Озеро Малый Касытуй, из которого был выделен первый штамм (А12^Т) Trs. sibirica, расположено в Ононском районе Забайкальского края и имеет наиболее низкую минерализацию и щелочность (табл. 1; Bryantseva et al., 1999). В природных условиях фототрофные пурпурные бактерии развивались в пурпурном слое тонкого микробного мата, образующегося на поверхности темных иловых отложений с характерным запахом сульфида и растительных остатках литоральной зоны озера.

Зун-Торей (штамм В8-1) – это бессточное соленое озеро, входящее в систему Торейских озер, находится в Ононском районе в 5 км от с. Кулустай на границе с Монголией на абсолютной высоте около 598 м (табл. 1). Территориально входит в состав Даурского заповедника. Зун-Торей, один из крупнейших водоемов Забайкальского края, можно считать остатками древнего моря, существовавшего здесь в период от 150 до 80 млн. лет назад. Свидетельством тому являются довольно часто встречающиеся на побережье обломки доисторических кораллов (Гениатулин, 2009). Озеро имеет округлую форму, слабоизрезанную береговую линию, а также остров, превращающийся в полуостров при понижении уровня воды в водоеме. Дно озера выложено каменистым грунтом, галькой и щебнем, его неровности заполнены песком. Площадь поверхности озера в годы повышенной водности достигает 300 км² при длине 23 км и средней ширине 13 км. Средняя глубина 1.5–1.6 м, наибольшая глубина 7 м. При высоком наполнении озеро соединяется единственной протокой Утичья (Утыча) с соседним озером Барун-Торей, в которое впадают реки Улдза и Ималка. Зун-Торей притоков не имеет, питание его осуществляется преимущественно за счет перетока воды из оз. Барун-Торей, поэтому оба озера имеют примерно одинаковый водный режим. Вода в озере непрозрачная, молочно-белого цвета, слабоминерализованная содового типа. Минерализация озера меняется в зависимости от объема воды от 1 до 10 г/л. В засушливые годы озеро почти полностью высыхает, остаются лишь мелкие разобщенные озерца (Гениатулин, 2009). Микробные маты были отобраны в прибрежной части озера.

Озеро Нухэ-Нур (штамм BG35) находится в Курумканском районе Бурятии в 15 км от с. Барагхан. Оно расположено в надпойменном понижении на степном участке долины по правому берегу реки Баргузин. Площадь водного зеркала в разные годы по разным источникам составляет 0.2–4 км², глубина достигает 2 м (Намсараев, 2009; Захарюк и соавт., 2011). Озеро обладает сульфатно-натриевым типом воды. Дно озера твердое, равномерно выстлано мелкодисперсным илом. Береговая почва в отдельные сезоны покрывается выцветами солей. Водно-солевое питание озеро получает за счет атмосферных осадков и ключа, выходящего вблизи южного берега среди болот.

Озеро Киран (штамм Kir-3), также известное под названиями Соленое и Киранское, расположено в Кяхтинском районе Бурятии в долине реки Киран недалеко от границы с Монголией. Площадь водного зеркала составляет 0.36 км², глубина 1.5 м. Озеро не имеет стока, водно-солевое питание получает за счет грунтовых вод и временных дождевых потоков. Характеризуется неустойчивым уровнем воды, зависящим от времени года и количества осадков (Vlasova et al., 1962). Оно относится к типу содово-соленых озер и известно как рапное, карбонатное, с повышенным содержанием хлоридов, иловое. В настоящее время сульфидсодержащие донные отложения оз. Киран используются в бальнеологических целях. В озере на поверхности отложившегося слоя планктонных цианобактерий образовывается цианобактериальный мат толщиной 1–5 мм. Природные образцы, из которых был изолирован штамм Trs. sibirica, были собраны вдоль северо-восточного побережья, где вследствие преобладающих ветров постоянно происходило скопление разлагающегося планктона (Burganskaya et al., 2018).

Озеро Тосон-Нур (штамм М31), небольшое мелководное слабосоленое, расположено в сухой степи северо-восточной части Монголии (табл. 1). Отложения в озере представлены черными и песчанистыми глинами с сильным сульфидным запахом (Sorokin et al., 2004). В литорали озера наблюдали обильно развитые на поверхности разложившегося органического вещества тонкие микробные маты и биопленки, в которых присутствовал розовый слой.

Морфология и ультраструктура. Все четыре исследованные штамма бактерий (B8-1, BG35, Kir-3 и М31) имели одинаковую морфологию и не отличались от типового штамма Trs. sibirica А12^Т. Клетки бактерий имели вибриоидную или спирилловидную форму и размер 3–4 × 7–20 мкм (рис. 1). Размножение происходило бинарным делением, путем образования перегородки. Клетки были подвижны с помощью полярного пучка жгутиков, иногда видимого в световой микроскоп при закручивании жгутиков в жгут (рис. 1б, 1в).

Рис. 1. Морфология и ультратонкое строение Trs. sibirica штаммов В8-1 (а), А12ᵀ (б–ж) и BG35 (з): а – световой микроскоп, фазовый контраст; б–в – электронный микроскоп, целые клетки; г, ж–з – электронный микроскоп, ультратонкие срезы; д–е – электронный микроскоп, ультратонкие срезы, клетки обработаны AgNO₃; и–к – электронный микроскоп, ультратонкие срезы, клетки обработаны AgNO₃, Thioalkalicoccus limnaeus A26ᵀ. Масштаб: (а) – 10 мкм; (б–з) – 2 мкм; (и–к) – 0.5 мкм. Обозначения: КС – клеточная стенка; Л – ламеллярные фотосинтетические структуры; ПФ – полифосфаты; S – элементная сера; Ag₂S – сульфид серебра.

Клеточная стенка грамотрицательного типа. Внутрицитоплазматические фотосинтезирующие мембраны, так же как и у Trs. sibirica А12^Т, были представлены длинными прядями ламелл, пронизывающих клетку, образовывали завитки, выстилали клетки по периферии, а не располагались упорядоченными стопками ламелл, как у большинства видов Ectothiorhodospiraсеае и Halorhodospiraceae (рис. 1г, 1ж, 1з). Элементная сера, образующаяся в процессе роста на сульфиде, откладывалась в виде глобул серы внутри клеток в периплазматическом пространстве и инвагинатах цитоплазмы (рис. 1в). На ультратонких срезах внутриклеточная локализация глобул серы была определена с помощью обработки клеток нитратом серебра. В результате специфической реакции элементной серы с AgNO₃ образовывался нерастворимый сульфид серебра (Ag₂S), который на ультратонких срезах имел вид темных гранул разного размера. Гранулы сульфида серебра также сливались в единую массу и имели вид темных пятен по периметру пространства, в котором накапливалась элементная сера (рис. 1д, 1е). Для сравнения в качестве контроля, чтобы оценить достоверность полученного результата, использовали пурпурную серную бактерию с внутренними фотосинтетическими мембранами тубулярного типа Thioalkalicoccus limnaeus A26^T (ATCC BAA32^T), которая относится к сем. Chromatiaceae и откладывает серные глобулы внутри клеток. На ультратонких срезах клеток Tac. limnaeus, обработанных нитратом серебра также были выявлены скопления темных нерастворимых гранул сульфида серебра (рис. 1и, 1к). Различий в локализации серных глобул между бактериями Trs. sibirica А12^Т и Tac. limnaeus А26^Т на препаратах ультратонких срезов клеток, обработанных нитратом серебра, не обнаружено.

Известно, что аноксигенные фототрофные серные бактерии серу, образующуюся как промежуточный продукт, никогда не откладывают в цитоплазме. Члены семейств Ectothiorhodospiraceae и Halorhodospiraceae, как и зеленые серные бактерии, образуют внеклеточные глобулы серы, а у членов семейства Chromatiaceae глобулы серы заключены в белковую оболочку и располагаются внутри клеток в периплазматическом пространстве (Brune 1995; Pattaragulwanit et al., 1998). О белковых оболочках для внеклеточных глобул серы никогда не сообщались. Гены, кодирующие белки глобул серы (у разных видов комбинация белков глобул серы варьирует), встречаются во всех секвенированных геномах Chromatiaceae, но отсутствуют у Ectothiorhodospiraceae и Halorhodospiraceae (Dahl, 2017). В геноме Trs. sibirica А12^Т, как и у других членов Ectothiorhodospiraceae, не обнаружено ни одного гена, кодирующего белки серных глобул (Dahl, 2017).

Пигменты. Пигментами фотосинтеза у всех исследованных штаммов Trs. sibirica были бхл а и каротиноиды спириллоксантиновой группы. Спектры поглощения in vivo всех штаммов имели четыре максимума бхл а в ближней инфракрасной области и показывали полное сходство с обнаруженными у Trs. sibirica А12^Т, разница в положении пиков составляла 3–5 нм (рис. 2; Burganskaya et al., 2018). В ацетон-метаноловом экстракте главный максимум поглощения бхл а зарегистрирован при 770 нм (рис. 2).

Рис. 2. Спектр поглощения целых клеток (сплошная линия) и ацетон-метанолового экстракта (пунктирная линия) клеток разных штаммов Trs. sibirica.

Физиологические свойства. Все исследованные штаммы Trs. sibirica были строгими анаэробами и фототрофами. Фотолитоавтотрофный рост происходил на среде с сульфидом, элементной серой и полисульфидом в качестве доноров электронов, но не с тиосульфатом и сульфитом. При росте на сульфиде элементная сера образовывалась как промежуточный продукт, затем окислялась до сульфата. В присутствии сульфида и бикарбоната ацетат, пируват, пропионат, сукцинат, фумарат и малат использовались в качестве источника углерода при фотосинтезе (табл. 2).

Таблица 2. Использование органических субстратов изученными штаммами Trs. sibirica

Обозначения: “+” ‒ использует субстрат; “‒” ‒ не использует субстрат; “(+)” ‒ слабый рост на субстрате.

Различий в использовании органических веществ бактериями всех исследованных штаммов не выявлено. Аскорбат, аргинин, аспартат, бутират, бензоат, валерат, гидролизат казеина, глицерин, гликолят, глюкоза, глюконат, глутамат, дрожжевой экстракт, каприлат, капроат, лактат, малонат, маннит, метанол, сорбит, тартрат, формиат, фруктоза, цитрат и этанол не поддерживали рост бактерий исследованных штаммов (табл. 2). К аэробному и микроаэробному росту исследованные бактерии не были способны даже в присутствии органических веществ. В факторах роста не нуждались, но дрожжевой экстракт стимулировал рост.

Бактерии всех штаммов были алкалофилами с оптимумом роста при рН 9–9.5 (диапазон рН 7.5–10.2) (рис. 3).

Рис. 3. Влияние рН на рост бактерий Trs. sibirica BG35.

Бактерии штамма BG35, подобно Trs. sibirica А12^Т, облигатно нуждались в присутствии карбонат-иона. Рост происходил при концентрации Na₂CO₃ 0.5–7% с оптимумом 2–5%. Для других штаммов зависимость роста от количественного содержания Na₂CO₃ не исследовали. Бактерии всех штаммов в NaCl не нуждались, но были галотолерантами, рост был возможен на среде, содержащей до 6–7% NaCl (рис. 4). Бактерии всех исследованных штаммов были мезофилами с оптимумом роста около 25–30°С.

Рис. 4. Влияние Na₂CO₃ и NaCl на рост бактерий Trs. sibirica BG35.

Генетические свойства и таксономическое положение. Содержание оснований Г + Ц в ДНК штаммов BG35 и М31, по сравнению с известными бактериями рода Ectothiorhodospira, было низким и составляло 57.9 и 57.5 мол. % (T_m) соответственно (табл. 3). По результатам молекулярной ДНК–ДНК гибридизации штаммы BG35 и М31 имели 93–95% сходства с типовым штаммом Trs. sibirica А12^Т, что указывало на их принадлежность к одному виду.

Филогенетическое положение штаммов B8-1 и Kir-3, основанное на сравнении последовательностей гена 16S рРНК, показано на рис. 5.

Рис. 5. Филогенетическое положение штаммов Trs. sibirica среди фототрофных членов семейства Ectothiorhodospiraceae, основанное на сравнении последовательностей гена 16S рРНК. Последовательность Halorhodospira halophila DSM 244ᵀ включена в дерево в качестве внешней группы. Дерево построено с использованием алгоритма Neighbour-Joining. Bootstrap значения получены из 1000 bootstrap раундов (значения меньше 50 не показаны).

Анализ BLAST (https://blast.ncbi.nlm.nih.gov/Blast.cgi/, по состоянию на 6 мая 2024 г.) показал 99.93% сходства последовательностей гена 16S рРНК штаммов В8-1 и Kir-3 между собой и 98.55–98.61% сходства с типовым штаммом Trs. sibirica А12^Т (табл. 3). Штамм SLG, идентифицированный ранее как бактерия рода Thiorhodospira, имел 97.64% сходства с Trs. sibirica А12^Т и 98.77% сходства со штаммами В8-1 и Kir-3. Сходство штаммов В8-1, Kir-3, SLG и Trs. sibirica А12^Т с Ect. magna DSM 22250^T составляло 94.5–95.73%, что свидетельствовало о принадлежности к разным родам. Таким образом, штаммы BG35, M31, B8-1 и Kir-3 по совокупности морфо-физиологических и генетических свойств принадлежат к виду Trs. sibirica. Штамм Thiorhodospira sp. SLG генетически близок со штаммами Trs. sibirica, но имеет некоторые другие отличия (меньший размер клеток, спектр поглощения пигментов, не изучено тонкое строение клеток и многие другие свойства), поэтому его таксономическое положение окончательно не определено.

Таблица 3. Филогенетическое родство изученных штаммов Trs. sibirica на основании сравнения последовательностей 16S рРНК гена и ДНК‒ДНК гибридизации

Примечание. В скобках указаны инвентарные номера последовательностей 16S рРНК гена в GenBank. Содержание Г + Ц в ДНК определено методом термической денатурации (Tm), в скобках приведены значения на основании данных геномной ДНК.

Содовые озера как экстремальные местообитания, в которых формируются микробные сообщества, возможно являющиеся реликтовым аналогом наземной биоты раннего протерозоя (Заварзин, 1993), являются объектом изучения уже на протяжении длительного времени, и интерес к их исследованию не убывает. Содовые озера с соленостью от пресной воды до сильно насыщенных рассолов широко распространены по всему миру. Аноксигенные фототрофные бактерии являются важным компонентом микробных сообществ содовых озер. Виды семейств Ectothiorhodospiraceae и Halorhodospiraceae, большинство из которых предпочитают природные местообитания с высокими значениями рН и различным содержанием NaCl, являются характерными обитателями морских и соленых вод во всем мире (Imhoff, 2017).

Алкалофильная галотолерантная, облигатно зависящая от присутствия в среде карбонат-иона пурпурная серная бактерия Trs. sibirica хорошо приспособлена к условиям обитания в содовых водоемах. Эта бактерия обладает характерными фенотипическими свойствами, позволяющими идентифицировать ее, даже не используя молекулярно-генетические методы. Ни одна из известных аноксигенных фототрофных бактерий не имеет комбинации свойств, присущих этой бактерии: крупный размер спирилловидной формы клеток (3–4 × 7–20 мкм), внутриклеточное отложение серных глобул, фотосинтезирующие мембраны ламеллярного типа, пронизывающие клетку (а не упорядоченные стопки ламелл), уникальный спектр поглощения in vivo с четырьмя максимумами бхл а в ближней инфракрасной области. Отличие Trs. sibirica от других видов и родов также подтверждается филогенетическими исследованиями (Imhoff et al., 2022). Все штаммы Trs. sibirica выделены из содовых озер с невысокой минерализацией (минерализация 1.94–35 г/л; рН 9.0–9.8), расположенных в Бурятии и Забайкальском крае России и в северо-восточной Монголии на относительно малом расстоянии друг от друга. До сих пор Trs. sibirica, наряду с другими автохтонными обитателями фототрофных сообществ содовых озер этого географического региона (Tac. limnaeus, Ectothiorhodosinus mongolicus и др.), в других местонахождениях не обнаружена. Возможно, происхождение этой бактерии (как и Tac. limnaeus, Ectothiorhodosinus mongolicus и др.) указывает на обособленную эволюцию изолированных экосистем, существовавших также и в геологическом прошлом Земли, что и является причиной отдаленного родства Trs. sibirica с другими видами семейств Ectothiorhodospiraceae и Halorhodospiraceae (Imhoff et al., 2022).

БЛАГОДАРНОСТИ

Автор выражает благодарность Митюшиной Л.Л. за приготовление ультратонких срезов для электронной микроскопии, Лысенко А.М. за определение содержания Г + Ц в ДНК и проведение ДНК–ДНК гибридизации, Игнатенко А.В. за помощь в построении филогенетического дерева и Горленко В.М. за полезную научную дискуссию.

ФИНАНСИРОВАНИЕ РАБОТЫ

Работа выполнена при финансовой поддержке Министерства науки и высшего образования РФ.

СОБЛЮДЕНИЕ ЭТИЧЕСКИХ СТАНДАРТОВ

Настоящая статья не содержит результатов исследований с использованием животных в качестве объектов.

КОНФЛИКТ ИНТЕРЕСОВ

Автор заявляет об отсутствии конфликта интересов.

Об авторах

И. А. Брянцева

Автор, ответственный за переписку.
Email: bryantseva@mail.ru
Россия, Москва, 119071

Список литературы

Дополнительные файлы

Доп. файлы

Действие

1. JATS XML

Скачать

2. Рис. 1. Морфология и ультратонкое строение Trs. sibirica штаммов В8-1 (а), А12ᵀ (б–ж) и BG35 (з): а – световой микроскоп, фазовый контраст; б–в – электронный микроскоп, целые клетки; г, ж–з – электронный микроскоп, ультратонкие срезы; д–е – электронный микроскоп, ультратонкие срезы, клетки обработаны AgNO₃; и–к – электронный микроскоп, ультратонкие срезы, клетки обработаны AgNO₃, Thioalkalicoccus limnaeus A26ᵀ. Масштаб: (а) – 10 мкм; (б–з) – 2 мкм; (и–к) – 0.5 мкм. Обозначения: КС – клеточная стенка; Л – ламеллярные фотосинтетические структуры; ПФ – полифосфаты; S – элементная сера; Ag₂S – сульфид серебра.

Скачать (302KB)

Метаданные

3. Рис. 2. Спектр поглощения целых клеток (сплошная линия) и ацетон-метанолового экстракта (пунктирная линия) клеток разных штаммов Trs. sibirica.

Скачать (399KB)

Метаданные

4. Рис. 3. Влияние рН на рост бактерий Trs. sibirica BG35.

Скачать (31KB)

Метаданные

5. Рис. 4. Влияние Na₂CO₃ и NaCl на рост бактерий Trs. sibirica BG35.

Скачать (58KB)

Метаданные

6. Рис. 5. Филогенетическое положение штаммов Trs. sibirica среди фототрофных членов семейства Ectothiorhodospiraceae, основанное на сравнении последовательностей гена 16S рРНК. Последовательность Halorhodospira halophila DSM 244ᵀ включена в дерево в качестве внешней группы. Дерево построено с использованием алгоритма Neighbour-Joining. Bootstrap значения получены из 1000 bootstrap раундов (значения меньше 50 не показаны).

Скачать (131KB)

Метаданные