Роль ионов меди в повышении грибостойкости современных полимерных композиционных материалов

Полный текст

Использование изделий из полимерных композиционных материалов (ПКМ) в экстремальных условиях повышенной температуры, влажности, наличия солей в атмосфере резко снижает эксплуатационные характеристики композитов (Omazic et al., 2019; Wu et al., 2020). Микроорганизмы-деструкторы вносят значительный вклад в этот процесс за счет разрастания по поверхности материала (механический путь), а также выделения агрессивных метаболитов (диссимиляционный путь) (Gu, 2007; Sanchez-Silva, Rosowsky, 2008). Продуцируемые микроорганизмами органические кислоты могут приводить к изменению структурных и функциональных характеристик материалов (Stroganov et al., 2009; Wei et al., 2018; Yakovleva et al., 2018).

Несмотря на то, что биокоррозия полимерных материалов достаточно хорошо изучена, проблема обеспечения биоцидного эффекта и одновременного повышения прочностных характеристик ПКМ, в частности, эпоксидных и полиэфирных смол, остается открытой. Одним из способов повышения стойкости полимерных композитов является использование токсичных для микроорганизмов дисперсных, в том числе субмикронных частиц наполнителя (например, частиц серебра, нитрата серебра, оксида меди, хромата ртути и др.) (Teper et al., 2020; Kausar, 2020). Обеспечить адгезию дисперсных частиц к матричному полимеру помогает формирование на их поверхности промежуточной оболочки из биодеградируемых полимеров, что приводит к повышению механических характеристик ПКМ за счет выбора материала и толщины оболочки (Çetkin et al., 2023; Ergün et al., 2022). Снижение подвижности макромолекул матричного полимера повышает модуль упругости, твердость и предел прочности ПКМ (Bogomolova et al., 2017; Akhmadeev et al., 2020). Полилактид, как капсулирующий частицы материал, может не только улучшить механические характеристики ПКМ (Данилаев и соавт., 2023), но и служить источником питания для микроорганизмов. Синтезируемые микроорганизмами ферменты и органические кислоты в результате взаимодействия с материалом оболочки способствуют высвобождению дисперсных частиц оксида меди (I) с образованием токсичных ионов меди (Kadammattil et al., 2018; Naz et al., 2023). Этот процесс происходит локально в местах поражения ПКМ микроорганизмами и приводит к гибели последних.

Целью настоящей работы является сравнительная оценка действия некапсулированных и капсулированных полилактидом частиц оксида меди на грибостойкость полимерных композитных материалов.

В работе использовали образцы полимерного материала (эпоксидный полимер ЭД-20) цилиндрической формы диаметром 9 ± 1 мм и высотой 50 ± 2 мм. В эпоксидный полимер вводили частицы Cu₂O с концентрацией 0.05 ± 0.01, 0.16 ± 0.02, 0.33 ± 0.03, 0.50 ± 0.05, 0.67 ± 0.07, 0.83 ± 0.09 и 1.10 ± 0.10% от массы матричного полимера, как в некапсулированной, так и капсулированной полилактидом формах. В качестве контроля использовали эпоксидный полимер, не содержащий частиц Cu₂O. Образцы выдерживали в течение 6 мес. на микологических стендах на станциях Хоа Лак и Дам Бау (база Российско-Вьетнамского Тропического научно-исследовательского и технологического центров). Оценку грибостойкости образцов проводили в условиях, имитирующих минеральное и органическое загрязнение. Для этого полученные образцы опрыскивали стерильной средой Чапека–Докса следующего состава (г/л): NaNO₃–2.0; KH₂PO₄ — 1.0; MgSO₄ · 7H₂O — 0.5; KCl — 0.5; FeSO₄–0.01; сахароза — 30.0; агар-агар — 20.0. Испытание проводили в стерильных контейнерах при температуре 30C и относительной влажности воздуха более 90%. Продолжительность испытаний составляла 28 сут с промежуточным регулярным осмотром. Для притока воздуха каждые 7 сут крышку камеры приоткрывали на 3–5 мин. Площадь поражения образцов микромицетами рассчитывали по фотографиям с использованием программы ImageJ версия 1.53 и выражали в процентах от общей площади поверхности образца.

Оценку действия различных концентраций Сu₂О на рост A. niger, выделенного с образцов полимерных композицитов, проводили как в жидкой, так и в агаризованной среде Чапека–Докса. Оксид меди в некапсулированной и капсулированной полилактидом форме вносили в среды в конечной концентрации 2.0, 5.5 и 9.0 г/л, что соответствовало массовой концентрации 0.16, 0.55 и 0.83% Сu₂О в образцах полимерных композитов. В качестве контроля использовали среду, не содержащую оксид меди. Для оценки роста микромицета на плотную питательную среду в центр чашки Петри вносили по 0.01 мл водной суспензии спор A. niger (титр 10⁵–10⁶ спор/мл). Инкубирование проводили при температуре 30C в течение 14 сут. О росте микромицетов судили по увеличению диаметра колонии, измеренном в восьми взаимно перпендикулярных направлениях. Радиальную скорость роста рассчитывали по формуле: k_r = (r_n+1 — r_n) / (t_n+1 — t_n), где k_r — радиальная скорость роста, мм/ч; r_t — радиус колоний в момент времени t_n; r_t+1 — радиус колоний в момент времени t_n+1. Среднюю радиальную скорость роста (K_r) рассчитывали как среднее значение величин радиальной скорости роста за все время культивирования. Для оценки роста в жидкой среде A. niger в 20 мл среды вносили 0.2 мл водной суспензии спор микромицета (титр 10⁵–10⁶ спор/мл) и культивировали 7 сут при 30C с принудительной аэрацией на шейкере-инкубаторе BS-3011 при 200 об./мин. Концентрацию биомассы определяли по сырому весу. Математическую обработку данных проводили в стандартной компьютерной программе Excel 7.0.

При оценке влияния Cu₂O на грибостойкость образцов полимерных композитов уже на 3 сут инкубирования отмечали наличие мицелия и конидиеносцев как на поверхности контрольного (без частиц Cu₂O) образца, так и на образцах с концентрацией Cu₂O 0.05 и 0.16%. Площадь обрастания образцов с капсулированными частицами была визуально меньше. По культуральным и морфологическим признакам, выросшие на поверхности образцов микромицеты были отнесены к A. niger. На образцах с концентрацией Cu₂O 0.05‒0.33% на 7 сут инкубирования, вне зависимости от вариантов внесения частиц, наряду с A. niger был отмечен рост других микромицетов родов Aspergillus и Penicillium. Однако при дальнейшем инкубировании рост последних был полностью подавлен A. niger, что, вероятно, связано с его меньшей чувствительностью к Cu₂O (рис. 1а). На 28 сут инкубирования фиксировали обрастание всех исследуемых образцов. При этом площадь обрастания образцов с концентрацией Cu₂O 0.05% как капсулированными полилактидом, так и некапсулированными, достоверно не отличалась от контрольного образца (рис. 1б).

 

Рис. 1. Влияние некапсулированных и капсулированных частиц Cu2O на рост микромицетов на поверхности образцов полимерных композитов: а — A. niger, выделенный с поверхности композита с некапсулированными частицами в концентрации 1.10% (1 — рост на поверхности композита; 2 — рост на поверхности агаризованной среды Чапека–Докса; 3 — микроскопия, × 64); б — площадь обрастания поверхности на 28 сут инкубирования.

 

Внесение оксида меди в концентрации 0.16 и 0.33% привело к уменьшению площади обрастания в 1.4 раза для не заключенного в капсулу Cu₂O и в 1.6 раза для капсулированного Cu₂O по сравнению с контрольным вариантом. При концентрации Cu₂O 1.10% площадь обрастания образцов с некапсулированным Cu₂O была в 2.8 раза, а с капсулированном Cu₂O ‒ в 4.7 раза меньше контроля. Таким образом, площадь поражения образцов микромицетами уменьшалась с увеличением концентрации дисперсных частиц. При этом для образцов, наполненных капсулированными частицами, такое уменьшение было более значительным.

Внесение оксида меди не привело к изменению морфологии колоний и не повлияло на процесс спороношения A. niger, а лишь замедлило рост микромицета на поверхности питательной среды. Добавление Cu₂O в концентрации 2.0 и 5.5 г/л вне зависимости от формы привело к заметному снижению средней радиальной скорости роста A. niger, выделенного с образцов полимерных композицитов. Так при концентрации Сu₂О 2.0 г/л скорость роста снизилась в среднем в 2.6 ± 0.1 раза, при концентрации 5.5 г/л — в 2.9 ± 0.1 раза по сравнению с вариантом без Сu₂О (рис. 2а).

 

Рис. 2. Токсическое действие некапсулированных (1) и капсулированных (2) частиц Cu2O в отношении A. niger: а — средняя радиальная скорость роста на агаризованной среде Чапека–Докса; б — рост A. niger на агаризованной среде Чапека–Докса с различными концентрациями Cu2O; в-величина биомассы при росте микромицета в жидкой среде Чапека–Докса; г — рост A. niger в жидкой среде Чапека–Докса с различными концентрациями Cu2O.

 

Оксид в некапсулированной форме в концентрации 9.0 г/л привел к снижению средней скорости роста в 8.5 ± 0.1 раза, в капсулированной — в 4.8 ± 0.3 раза. При росте колоний A. niger на среде с добавлением Cu₂O отмечали изменение цвета среды с красноватого на бледно-голубой (рис. 2б), что, вероятно, связано с синтезом органических кислот в процессе роста A. niger (Yakovleva et al., 2018), под действием которых оксид меди переходит в гидроксид.

Внесение Сu₂О в жидкую среду Чапека‒Докса в концентрации 2.0, 5.5 и 9.0 г/л в некапсулированной полилактидом форме привело к уменьшению выхода биомассы A. niger в 10, 23 и 25 раз, в капсулированной форме — в 27, 31 и 37 раз, соответственно, по сравнению с контрольным вариантом (рис. 2в). Следует отметить, что при отсутствии оксида меди уже на 5 сут культивирования в среде начинали образовываться стромы, характерные для роста A. niger в жидкой среде, и небольшое количество конидиеносцев (рис. 2г). В средах даже с низкими концентрациями Сu₂О ни стромы, ни конидиеносцы не были зафиксированы на протяжении 7 сут культивирования, хотя при концентрации оксида меди 2.0 г/л, особенно при его внесении его в некапсулированной форме, наблюдали незначительное помутнение среды. При культивировании A. niger на среде Чапека‒Докса без Сu₂О рН среды снизился с 7.0 до 3.0, в то время как внесение оксида меди в концентрации 2.0 г/л снизило рН до 4.5, а более высокие концентрации — до 5.5. Это незначительное снижение рН среды отчасти также свидетельствует об угнетении роста A. niger.

Следовательно, частицы Сu₂О, независимо от форм их внесения в питательную среду, оказывают токсическое действие на A. niger, проявляющееся в замедлении роста микромицета и, возможно, ингибировании синтеза органических кислот.

БЛАГОДАРНОСТИ

Работа выполнена в рамках Программы стратегического академического лидерства КФУ (Приоритет-2030)

ФИНАНСИРОВАНИЕ РАБОТЫ

Исследования проведены при финансовой поддержке РНФ, грант № 23-29-00160.

СОБЛЮДЕНИЕ ЭТИЧЕСКИХ СТАНДАРТОВ

Настоящая статья не содержит результатов исследований с использованием животных в качестве объектов.

КОНФЛИКТ ИНТЕРЕСОВ

Авторы заявляют об отсутствии конфликта интересов.

Об авторах

Г. Ю. Яковлева

Казанский (Приволжский) федеральный университет

Автор, ответственный за переписку.
Email: yakovleva_galina@mail.ru
Россия, Казань, 420008

Е. А. Кацюруба

Казанский (Приволжский) федеральный университет

Email: yakovleva_galina@mail.ru
Россия, Казань, 420008

Е. С. Фуфыгина

Казанский (Приволжский) федеральный университет

Email: yakovleva_galina@mail.ru
Россия, Казань, 420008

М. П. Данилаев

Казанский национальный исследовательский Технический университет им. Туполева-КАИ

Email: yakovleva_galina@mail.ru
Россия, Казань, 420011

О. Н. Ильинская

Казанский (Приволжский) федеральный университет

Email: yakovleva_galina@mail.ru
Россия, Казань, 420008

Список литературы

Дополнительные файлы