Email this article Particularities of Hydrolytic Enzymes Pool in Soils of Agricultural Terraces in the Eastern Caucasus
- Authors: Chernysheva E.V.1, Fornasier F.2,3
-
Affiliations:
- Institute of Physicochemical and Biological Problems in Soil Science of the Russian Academy of Sciences
- Centro di Ricerca Viticoltura ed Enologia
- SOLIOMICS
- Issue: No 6 (2024)
- Pages: 861-875
- Section: SOIL BIOLOGY
- URL: https://journal-vniispk.ru/0032-180X/article/view/273634
- DOI: https://doi.org/10.31857/S0032180X24060066
- EDN: https://elibrary.ru/YBPMPQ
- ID: 273634
Cite item
Full Text
Abstract
A study of the influence of farming practices in the Middle Ages (X–XV AD) on the activities of 11 hydrolytic enzymes involved in the biogeochemical cycles of basic elements in soils was carried out. Agrostratozems of medieval agricultural terraces of mid-mountain Dagestan (Plaggic and Hortic Anthrosol) were chosen as objects of study. In all cases, the enzymatic activity of the studied soils, in all soil layers, decreased in the following order: alkaline phosphatase > phosphodiesterase > acid phosphatase > pyrophosphatase ≥ leucine aminopeptidase > arylsulfatase > chitinase > β-glucosidase > xylanase > α-glucosidase > cellobiohydrolase. The enzymatic activity of the studied soils was primarily determined by the amount of microbial biomass (Cmic). Thus, the activity of enzymes of various groups depended on Cmic by 61–94%. Agricultural practices associated with ploughing, manuring, and irrigation lead to convergence in the activity of nitrogen cycle enzymes in soils of the mountain zone, which is associated with similar features of the nitrogen cycle in agrogenic soils, regardless of bioclimatic conditions. The addition of organic materials has led to an increase in the physiological efficiency of microbial communities and the rate of enzyme production, and high levels of biological activity can persist in soil for about 1000 years. Ploughing with the application of organic fertilizers in the past led to an increase in enzymatic activity expressed per unit of microbial biomass (specific activity), and therefore this indicator can be used as an indicator of agrogenic transformation of soils in the past.
Full Text
ВВЕДЕНИЕ
Почвенные ферменты катализируют многие химические реакции, являясь более чувствительным индикатором изменения почвы в результате антропогенной деятельности, чем физико-химические свойства почв [19, 25, 44, 52, 56]. Гидролитические ферменты отражают функциональное разнообразие и активность микроорганизмов, включенных в процессы разложения, и, следовательно, играют важнейшую роль в биогеохимических циклах элементов [32, 47, 54].
Стадия трансформации органических материалов в почве ферментами представляет собой важнейшее звено круговорота углерода, так как обеспечивает передвижение поступающего в почву углерода и последующую аккумуляцию его в форме почвенного органического вещества [10].
Начальный этап трансформации азоторганических соединений начинается с действия ферментов пептидаз, гидролизующих пептидные компоненты органических материалов до свободных аминокислот. Эти ферменты играют важную роль в метаболизме азота в почве и обусловливают динамику минеральных форм азота [10].
Фосфогидролазы выполняют важнейшую биогеохимическую функцию в непрерывном круговороте фосфора в биогеоценозах, осуществляют мобилизацию закрепленного в органическом веществе фосфора и способствуют его поступлению в корни растений [10].
Минерализацию органических соединений серы и перевод их в доступные растениям неорганические формы осуществляет фермент арилсульфатаза [32].
На долю почвенных внеклеточных ферментов приходится 40–60% общей ферментативной активности почв [56]. Внеклеточными называются ферменты, стабилизированные на почвенной матрице, т.е. связанные с органическим веществом и/или глинистыми минералами, а также свободные и закрепленные ферменты на поверхности микробных клеток [19]. В связи с этим ферментативная активность не всегда отражает активность живых микробных клеток и часто наблюдается слабая взаимосвязь между микробной биомассой и ферментативной активностью [29].
Судить о ферментативной активности как о непосредственной деятельности почвенных микроорганизмов, позволяет так называемая удельная ферментативная активность, выраженная на единицу микробной биомассы [46]. Показано, что данный показатель является чувствительным индикатором в ответ на смену режима землепользования, а также указывает на физиологическое состояние микробного сообщества [26, 34]. Высокая удельная ферментативная активность в почвах может быть обусловлена большей доступностью питательных элементов или более быстрой оборачиваемостью микробной биомассы, что приводит к большей скорости синтеза новых ферментов [17, 43].
В последние годы получил распространение метод определения ферментативной активности с использованием флуорогенно-меченных субстратов, при гидролизе которых образуется флуоресцирующее соединение 4-метилумбеллиферон (МУФ) или 7-амино-4-метилкумарин (AMK) [33, 38]. Преимуществом данного подхода является возможность сравнивать активность ферментов различных групп между собой.
В литературе широко представлены результаты исследования изменения ферментативной активности в результате смены режима землепользования, распашки, орошения, загрязнения поллютантами и др. [6, 7, 14, 38, 55], а также процессов восстановления ферментативной активности после прекращения хозяйственного использования почв [8, 42]. Однако до сих пор мало сведений о том, как изменяется активность ферментов, участвующих в циклах основных химических элементов, после перехода почвы в погребенное состояние. Известны лишь работы по оценке фосфатазной активности почв, погребенных под разновозрастными курганами [5], а также исследования изменений ферментативной активности после прекращения (более 1000 лет) антропогенной деятельности, связанной с внесением органических удобрений и селитебной нагрузкой [21, 22, 27, 49].
Цель работы – оценить изменение активности ферментов циклов углерода, азота, фосфора и серы в стратифицированных почвах средневековых земледельческих террас Восточного Кавказа.
ОБЪЕКТЫ И МЕТОДЫ1
Объекты исследования. В среднегорной зоне Восточного Кавказа (Республика Дагестан) были изучены террасы, предположительно, созданные в эпоху развитого Средневековья (X – XV вв. н.э.) и функционировавшие до 80–90 гг. прошлого столетия (рис. 1). Почвы – агростратоземы светлогумусовые и темногумусовые (Plaggic и Hortic Anthrosol соответственно). Многовековая распашка склонов привела к активному вовлечению материала почвообразующей породы в области тылового шва террас, росту почвенного профиля в прибровочной части и формированию системы погребенных постагрогенных горизонтов [2, 3]. В настоящее время почвы террасы находятся в залежном состоянии.
Рис. 1. Расположение объектов исследования. 1 – ключевой участок Гуниб, 2 – ключевой участок Акуша, 3 – ключевой участок Муги, 4 – ключевой участок Джаба, 5 – ключевой участок Гоцатль
Ключевые участки террасовых почв в среднегорной зоне Восточного Кавказа были расположены на выходах различных почвообразующих пород:
– делювий глин и песчаников (ключевой участок Гуниб, среднегодовое количество осадков 600 мм),
– известняки (ключевой участок Муги, среднегодовое количество осадков 400 мм),
– глинистые сланцы (ключевой участок Джаба, среднегодовое количество осадков 350 мм),
– песчаники (ключевой участок Акуша, среднегодовое количество осадков 450 мм),
– аллювиально-делювиальные отложения известковистого песчаника, крупного галечника с примесью суглинистых и глинистых отложений аллювиальной природы (ключевой участок Гоцатль, среднегодовое количество осадков 450 мм). Было заложено два почвенных разреза: на орошаемом и неорошаемом участках.
Отбор почвенных образцов. Для заложения почвенных разрезов выбирали наиболее репрезентативные участки. Почвенные разрезы во всех случаях закладывали в прибровочной аккумулятивной части террасы каждого ключевого участка, на некотором удалении от откоса. Именно в этом месте можно получить наиболее полное представление о почвах террас как с генетико-эволюционных позиций, так и с точки зрения оценки современного состояния почв [3]. На выбранных участках выполнено морфолого-генетическое описание профилей почв, отобраны образцы. На микробиологические анализы образцы отбирали с соблюдением условий асептики. После отбора почвенные образцы на микробиологические анализы замораживали при –18°С. Перед проведением анализов образцы размораживали в холодильнике при +4°С, затем их просеивали, отбирали корни и предынкубировали при 22°С в течение 72 ч. До выполнения микробиологических анализов образцы хранили не более одного месяца.
Методы исследования. Определение физико-химических свойств почв. Содержание органического углерода (Сорг) определяли в воздушно-сухой почве методом мокрого сжигания по Тюрину, рН водной вытяжки потенциометрическим методом, гранулометрический состав – пипеточным методом [9]. Физические и химические свойства определяли в воздушно-сухой почве. Химические анализы выполняли в ЦКП ИФХиБПП РАН.
Определение микробной биомассы. Углерод микробной биомассы (Смик) оценивали по содержанию почвенной двухцепочечной ДНК (дцДНК) с использованием коэффициента пересчета 5.2 [45]. Почвенную ДНК выделяли с помощью коммерческого набора FastDNA® SPIN kit for Soil (MP Biomedicals, Германия). дцДНК в супернатанте измеряли флуорометрически с использованием красителя пикогрина (Life Technologies, США) на микропланшетном ридере FLUOstar omega (BMG Labtech, Германия). Как было показано в ряде работ, определение микробной дцДНК является альтернативным методом измерения почвенной микробной биомассы и позволяет оценивать микробную биомассу, учитывая непосредственное количество базового клеточного компонента, универсального для всех живых организмов [15, 45].
Определение ферментативной активности. Провели исследование активности 11 гидролитических ферментов (табл. 1). Ферментативную активность определяли с использованием процедуры гетеромолекулярного обмена с разрушением почвенных агрегатов и микробных клеток [23]. В микроцентрифужную пробирку (две повторности) помещали 0.4 г почвы вместе с 1.4 мл 3% раствора лизоцима, 0.4 мл стеклянных шариков (d = 100 мкм) и 0.4 мл шариков из оксида циркония (d = 1000 мкм). Почвенные агрегаты разрушали с помощью вибрационной мельницы Retsch 400 mill (Германия) при 30 уд./с в течение 3 мин. Затем центрифугировали при 20000 g в течение 5 мин при температуре 10°С. Супернатант (30 мкл), содержащий десорбированные ферменты, помещали в планшет, в каждой ячейке которого находилось 50 мкл раствора модифицированного универсального буфера с оптимальным рН для каждого фермента. После этого приливали 50 мкл субстрата в каждую ячейку планшета. Измерения проводили в четырех повторностях. Количество флуоресценции измеряли на флуориметре Fluoroskan (Thermo Scientific) при длине волны возбуждения эмиссии 355 нм и испускания 460 нм.
Таблица 1. Ферменты и параметры определения их активности
Фермент | Код фермента | Аббревиатура | Субстрат | pH | Время инкубации, ч |
Цикл серы | |||||
Арилсульфатаза | 3.1.6.1 | АС | 4-МУФ-сульфат | 5.8 | 4 |
Цикл углерода | |||||
α-Глюкозидаза | 3.2.1.20 | АГ | 4-МУФ-α-D-глюкопиранозид | 5.8 | 12 |
β-Глюкозидаза | 3.2.1.21 | БГ | 4-МУФ-β-D-глюкопиранозид | 5.8 | 3 |
Целлобиогидролаза | 3.2.1.4 | ЦЛ | 4-МУФ-β-D-целлобиозид | 5.8 | 12 |
Ксиланаза | 3.2.1.8 | КС | 4-МУФ-β-D-ксилопиранозид | 5.8 | 12 |
Цикл азота | |||||
Хитиназа | 3.2.1.14 | ХТ | 4-МУФ-N-ацетил-β-D-глюкозаминид | 5.8 | 12 |
Лейцинаминопептидаза | 3.4.11.1 | ЛП | L-лейцин-7-AMК-гидрохлорид | 7.5 | 3 |
Цикл фосфора | |||||
Кислая фосфатаза | 3.1.3.2 | КФ | 4-МУФ-фосфат | 5.8 | 3 |
Щелочная фосфатаза | 3.1.3.1 | ЩФ | 4-МУФ-фосфат | 9.0 | 1 |
Фосфодиэстераза | 3.1.4.1 | БФ | Бис(4-МУФ)ортофосфорная кислота | 7.5 | 2 |
Пирофосфатаза | 3.6.1.1 | ПФ | Бис(4-МУФ)дифосфорная кислота | 5.8 | 2 |
Статистическая обработка данных. Результаты выражали на абсолютно сухую навеску почвы. Статистическую обработку данных проводили в программе Past 4.03. Использовали такие методы, как составление корреляционной матрицы (r Пирсона), канонический анализ соответствия (CCA), а также составляли кластеризированную тепловую карту, пересчитав абсолютные значения исследованных показателей на относительные значения в процентах от максимальных.
РЕЗУЛЬТАТЫ И ОБСУЖДЕНИЕ
Физико-химические свойства всех изученных почв представлены в табл. 2. Исследованные почвы земледельческих террас среднегорного Дагестана существенно отличались по своим свойствам.
Таблица 2. Физико-химические свойства почв, микробная биомасса и активность гидролитических ферментов изученных почв (расшифровка аббревиатур представлена в табл. 1)
Почва | Горизонт/глубина, см | Сорг | Глина | рН | Смик, мкг С/г почвы | АС | АГ | БГ | ЦЛ | КС | ХТ | ЩФ | КФ | БФ | ПФ | ЛП |
% | ферментативная активность, нмоль 4-МУФ/г почвы в час | нмоль 7-АМК/г почвы в час | ||||||||||||||
Агростратозем темногумусовый на известняках (Ключевой участок Муги) | ||||||||||||||||
Современный слой | 0–10 | 4.20 | 48 | 7.8 | 313.6 | 13.8 | 0.5 | 3.7 | 0.2 | 1.1 | 4.1 | 319.4 | 65.8 | 77.2 | 31.5 | 36.8 |
Постагрогенный слой | 10–20 | 2.80 | 42 | 7.9 | 260.3 | 17.0 | 0.5 | 4.0 | 0.2 | 0.9 | 4.7 | 401.3 | 79.1 | 126.5 | 60.4 | 35.5 |
–“– | 20–30 | 1.70 | 49 | 8.1 | 143.9 | 4.4 | 0.2 | 1.6 | 0.0 | 0.3 | 2.2 | 133.0 | 30.4 | 50.9 | 15.0 | 16.1 |
–“– | 30–40 | 1.60 | 47 | 8.1 | 111.6 | 3.2 | 0.3 | 1.2 | 0.0 | 0.2 | 2.4 | 120.7 | 23.4 | 38.9 | 12.1 | 10.8 |
–“– | 40–50 | 1.60 | 46 | 8.1 | 82.0 | 2.1 | 0.2 | 0.8 | 0.0 | 0.1 | 1.4 | 58.4 | 12.9 | 18.5 | 4.1 | 8.9 |
–“– | 50–60 | 1.80 | 48 | 8.2 | 82.9 | 2.3 | 0.3 | 0.9 | 0.0 | 0.2 | 1.3 | 57.5 | 14.7 | 17.6 | 4.5 | 8.7 |
–“– | 60–70 | 2.10 | 48 | 8.1 | 80.5 | 1.9 | 0.3 | 0.9 | 0.0 | 0.1 | 1.4 | 61.5 | 14.3 | 15.8 | 4.4 | 7.8 |
–“– | 70–80 | 2.00 | 47 | 8.1 | 84.7 | 1.9 | 0.2 | 0.9 | 0.0 | 0.0 | 1.3 | 75.7 | 14.5 | 16.2 | 4.5 | 8.3 |
–“– | 80–90 | 2.70 | 48 | 8.1 | 83.1 | 2.2 | 0.3 | 1.1 | 0.0 | 0.3 | 1.6 | 67.7 | 18.5 | 21.7 | 7.6 | 7.2 |
Погребенная почва | 90–100 | 2.80 | 49 | 8.1 | 92.9 | 3.3 | 0.4 | 1.4 | 0.0 | 0.2 | 2.0 | 102.2 | 28.4 | 29.6 | 14.1 | 10.9 |
–“– | 100–110 | 3.30 | 52 | 8.1 | 81.7 | 2.4 | 0.2 | 1.0 | 0.0 | 0.1 | 1.6 | 68.3 | 19.3 | 19.5 | 10.8 | 6.7 |
–“– | 110–120 | 3.30 | 23 | 8.1 | 85.1 | 1.3 | 0.0 | 0.7 | 0.0 | 0.0 | 1.4 | 66.7 | 23.2 | 15.7 | 16.4 | 5.5 |
Агростратозем светлогумусовый на глинистых сланцах (Ключевой участок Джаба) | ||||||||||||||||
Современный слой | 0–20 | 2.00 | 41 | 7.7 | 223.5 | 6.9 | 0.5 | 8.8 | 0.5 | 1.3 | 6.6 | 199.8 | 56.9 | 31.4 | 18.9 | 79.9 |
Постагрогенный слой | 20–40 | 1.40 | 53 | 7.7 | 178.5 | 7.3 | 0.4 | 3.9 | 0.0 | 0.9 | 4.2 | 145.9 | 38.9 | 27.7 | 15.3 | 28.8 |
–“– | 40–60 | 1.20 | 52 | 8.0 | 122.2 | 2.9 | 0.0 | 1.9 | 0.0 | 0.4 | 3.3 | 106.8 | 24.0 | 21.6 | 14.1 | 14.5 |
–“– | 60–80 | 1.20 | 39 | 8.1 | 66.2 | 1.0 | 0.0 | 0.5 | 0.0 | 0.0 | 1.5 | 53.2 | 11.3 | 10.6 | 7.7 | 6.0 |
–“– | 80–100 | 1.10 | 48 | 8.2 | 33.1 | 0.4 | 0.0 | 0.0 | 0.0 | 0.0 | 0.5 | 24.5 | 4.2 | 6.7 | 2.5 | 4.7 |
–“– | 100–120 | 1.00 | 52 | 8.5 | 27.2 | 0.4 | 0.0 | 0.0 | 0.0 | 0.0 | 0.5 | 19.6 | 4.2 | 4.6 | 2.0 | 4.5 |
–“– | 120–140 | 1.10 | 47 | 8.4 | 23.3 | 0.3 | 0.0 | 0.0 | 0.0 | 0.0 | 0.4 | 17.7 | 3.0 | 5.0 | 1.5 | 12.5 |
–“– | 140–160 | 1.00 | 49 | 8.4 | 19.2 | 0.2 | 0.0 | 0.0 | 0.0 | 0.0 | 0.2 | 12.2 | 2.4 | 3.4 | 0.9 | 1.2 |
–“– | 160–180 | 0.90 | 47 | 8.2 | 9.8 | 0.2 | 0.0 | 0.3 | 0.0 | 0.0 | 0.0 | 9.4 | 1.8 | 2.2 | 0.7 | 1.4 |
–“– | 180–200 | 0.90 | 49 | 8.3 | 9.3 | 0.0 | 0.0 | 0.0 | 0.0 | 0.0 | 0.0 | 7.6 | 1.8 | 1.4 | 0.5 | 1.2 |
–“– | 200–220 | 0.90 | 50 | 8.5 | 15.9 | 0.0 | 0.0 | 0.2 | 0.0 | 0.0 | 0.3 | 10.0 | 2.0 | 2.0 | 1.1 | 1.5 |
–“– | 220–260 | 0.95 | 45 | 8.5 | 13.1 | 0.0 | 0.0 | 0.0 | 0.0 | 0.0 | 0.0 | 6.6 | 0.8 | 1.6 | 0.5 | 1.0 |
–“– | 260–275 | 1.10 | 54 | 8.6 | 9.4 | 0.0 | 0.0 | 0.3 | 0.0 | 0.0 | 0.0 | 4.8 | 1.2 | 1.0 | 0.5 | 1.1 |
–“– | 275–305 | 1.10 | 47 | 8.5 | 8.0 | 0.0 | 0.0 | 0.0 | 0.0 | 0.0 | 0.0 | 3.6 | 1.1 | 1.0 | 0.3 | 1.1 |
Агростратозем светлогумусовый на песчаниках (Ключевой участок Акуша) | ||||||||||||||||
Современный слой | 0–10 | 2.14 | 24 | 7.5 | 193.4 | 6.3 | 0.6 | 4.8 | 0.4 | 1.3 | 3.8 | 277.2 | 40.3 | 50.5 | 19.2 | 37.3 |
Постагрогенный слой Ploughed layer | 10–20 | 1.23 | 24 | 7.8 | 123.9 | 5.3 | 0.4 | 2.2 | 0.3 | 0.7 | 3.7 | 172.7 | 34.9 | 42.3 | 13.6 | 20.6 |
–“– | 20–30 | 0.97 | 25 | 7.8 | 104.4 | 2.7 | 0.2 | 2.4 | 0.2 | 0.8 | 3.6 | 114.5 | 16.9 | 35.3 | 5.9 | 11.1 |
–“– | 30–40 | 0.78 | 25 | 7.8 | 61.4 | 1.6 | 0.0 | 1.4 | 0.0 | 0.3 | 1.7 | 72.3 | 11.3 | 21.9 | 4.1 | 8.3 |
–“– | 40–50 | 0.70 | 27 | 8.1 | 52.1 | 1.4 | 0.0 | 1.6 | 0.0 | 0.3 | 1.6 | 56.6 | 8.0 | 16.9 | 2.9 | 6.8 |
–“– | 50–60 | 0.76 | 27 | 8.1 | 25.9 | 0.3 | 0.0 | 0.3 | 0.0 | 0.0 | 0.4 | 25.4 | 3.6 | 5.5 | 1.2 | 2.7 |
–“– | 60–70 | 0.87 | 25 | 8.1 | 27.9 | 0.4 | 0.0 | 0.3 | 0.0 | 0.0 | 0.5 | 22.1 | 4.4 | 5.5 | 1.1 | 3.4 |
–“– | 70–80 | 0.88 | 24 | 8.1 | 24.8 | 0.3 | 0.0 | 0.3 | 0.0 | 0.0 | 0.4 | 21.7 | 4.2 | 4.6 | 1.2 | 2.7 |
–“– | 80–90 | 0.94 | 23 | 8.0 | 29.3 | 0.3 | 0.0 | 0.3 | 0.0 | 0.0 | 0.4 | 20.2 | 4.4 | 3.7 | 0.9 | 2.9 |
–“– | 90–100 | 0.84 | 27 | 8.0 | 23.1 | 0.0 | 0.0 | 0.6 | 0.0 | 0.0 | 0.3 | 16.8 | 3.2 | 2.5 | 0.9 | 1.9 |
–“– | 100–110 | 0.68 | 26 | 8.1 | 16.7 | 0.2 | 0.0 | 0.6 | 0.0 | 0.0 | 0.3 | 18.0 | 5.6 | 3.8 | 1.2 | 2.9 |
–“– | 110–120 | 0.79 | 31 | 8.1 | 12.4 | 0.1 | 0.0 | 0.3 | 0.0 | 0.0 | 0.2 | 17.1 | 5.0 | 3.7 | 0.8 | 1.2 |
–“– | 120–130 | 0.81 | 32 | 8.1 | 9.4 | 0.0 | 0.0 | 0.2 | 0.0 | 0.0 | 0.0 | 12.2 | 4.8 | 2.0 | 0.7 | 0.9 |
Burial soil | 130–160 | 1.01 | 38 | 8.2 | 10.6 | 0.0 | 0.0 | 0.1 | 0.0 | 0.0 | 0.0 | 12.9 | 5.1 | 3.7 | 0.7 | 1.1 |
Агростратозем светлогумусовый на делювии глин и песчаников (Ключевой участок Гуниб) | ||||||||||||||||
Современный слой | 0–20 | 2.25 | 42 | 7.3 | 286.6 | 13.5 | 1.4 | 6.4 | 0.3 | 1.1 | 9.1 | 296.3 | 64.3 | 82.6 | 33.3 | 30.1 |
Постагрогенный слой | 20–40 | 1.05 | 40 | 7.1 | 111.3 | 4.4 | 0.4 | 2.3 | 0.0 | 0.4 | 3.4 | 127.7 | 28.4 | 40.2 | 10.9 | 13.5 |
–“– | 40–60 | 0.65 | 36 | 7.4 | 45.4 | 1.9 | 0.0 | 1.1 | 0.0 | 0.2 | 2.2 | 61.2 | 15.5 | 16.2 | 4.8 | 6.5 |
–“– | 60–80 | 0.60 | 34 | 7.6 | 32.8 | 1.4 | 0.0 | 1.0 | 0.0 | 0.1 | 1.7 | 52.6 | 12.3 | 13.2 | 3.2 | 4.8 |
–“– | 80–100 | 0.65 | 40 | 7.9 | 25.5 | 1.1 | 0.0 | 0.9 | 0.0 | 0.0 | 1.3 | 44.2 | 11.3 | 9.4 | 2.5 | 4.3 |
–“– | 100–120 | 0.75 | 37 | 8.0 | 31.9 | 1.4 | 0.0 | 0.7 | 0.0 | 0.0 | 1.2 | 48.9 | 12.9 | 13.1 | 3.2 | 4.5 |
–“– | 120–140 | 0.70 | 38 | 8.0 | 23.3 | 0.6 | 0.0 | 0.3 | 0.0 | 0.0 | 0.4 | 24.5 | 9.1 | 7.6 | 1.5 | 2.6 |
–“– | 140–160 | 0.70 | 40 | 7.8 | 16.1 | 0.5 | 0.0 | 0.0 | 0.0 | 0.0 | 0.3 | 19.9 | 7.0 | 4.6 | 1.1 | 1.9 |
–“– | 160–180 | 0.70 | 39 | 7.9 | 10.8 | 0.5 | 0.0 | 0.2 | 0.0 | 0.0 | 0.2 | 18.0 | 6.2 | 4.4 | 1.1 | 1.7 |
–“– | 180–220 | 0.45 | 41 | 8.1 | 6.6 | 0.2 | 0.0 | 0.0 | 0.0 | 0.0 | 0.0 | 9.9 | 5.3 | 2.6 | 0.7 | 1.4 |
Агростратозем светлогумусовый на аллювиально-делювиальных отложениях известковистого песчаника (Ключевой участок Гоцатль, орошаемый участок) | ||||||||||||||||
Современный слой | Ад 0–2 | 2.27 | 30 | 8.2 | 305.5 | 4.5 | 2.5 | 10.5 | 1.7 | 3.2 | 9.1 | 465.4 | 41.6 | 40.8 | 33.7 | 34.8 |
–“– | А1 2–15 | 1.83 | 32 | 8.5 | 239.6 | 4.4 | 0.6 | 3.0 | 0.3 | 0.7 | 3.3 | 347.0 | 32.5 | 40.8 | 20.4 | 16.9 |
Посторошаемый слой | АВ 15–28 | 0.86 | 30 | 8.7 | 109.9 | 2.5 | 0.3 | 0.9 | 0.2 | 0.2 | 1.2 | 239.4 | 20.5 | 30.8 | 9.8 | 5.5 |
–“– | В1 28 –50 | 0.81 | 34 | 8.8 | 67.4 | 1.1 | 0.2 | 0.6 | 0.1 | 0.1 | 0.6 | 131.3 | 11.8 | 16.5 | 14.6 | 2.8 |
Постагрогенный слой | В2 50 –65 | 0.74 | 41 | 8.7 | 38.0 | 0.7 | 0.0 | 0.3 | 0.1 | 0.0 | 0.2 | 95.3 | 8.0 | 9.9 | 9.4 | 1.9 |
–“– | [AB] 65–75 | 0.82 | 46 | 8.8 | 36.9 | 0.6 | 0.0 | 0.3 | 0.1 | 0.0 | 0.3 | 67.3 | 6.0 | 8.4 | 6.8 | 1.7 |
Погребенная почва | [B] 75–100 | 0.88 | 46 | 8.6 | 29.8 | 0.4 | 0.0 | 0.2 | 0.1 | 0.0 | 0.2 | 73.4 | 5.2 | 8.2 | 6.3 | 1.9 |
–“– | [BC] 100–115 | 0.76 | 45 | 8.6 | 22.8 | 0.3 | 0.0 | 0.2 | 0.0 | 0.0 | 0.2 | 83.9 | 3.9 | 9.1 | 9.8 | 1.7 |
Агростратозем светлогумусовый на аллювиально-делювиальных отложениях известковистого песчаника (Ключевой участок Гоцатль, не орошаемый участок) | ||||||||||||||||
Современный слой | A 10–20 | 0.9 | 29 | 8.6 | 92.5 | 2.5 | 0.3 | 5.2 | 0.7 | 1.4 | 3.2 | 260.6 | 28.9 | 38.0 | 24.1 | 15.5 |
Постагрогенный слой | AB 20–30 | 0.7 | 37 | 8.6 | 50.3 | 1.1 | 0.1 | 1.2 | 0.2 | 0.3 | 1.4 | 113.6 | 13.9 | 19.5 | 18.9 | 4.7 |
–“– | B 35 – 52 | 1.0 | 38 | 8.6 | 51.6 | 0.9 | 0.1 | 1.0 | 0.2 | 0.2 | 1.0 | 91.0 | 12.0 | 18.3 | 14.7 | 3.9 |
–“– | [A] 52– 85 | 0.5 | 44 | 8.7 | 27.4 | 0.4 | 0.0 | 0.4 | 0.1 | 0.0 | 0.4 | 36.2 | 5.2 | 6.2 | 5.3 | 1.6 |
–“– | [BC] 85 – 100 | 0.6 | 45 | 8.7 | 19.6 | 0.1 | 0.0 | 0.1 | 0.0 | 0.0 | 0.1 | 17.3 | 2.0 | 3.4 | 3.0 | 0.6 |
В агростратоземах содержание Сорг зависело не только от особенностей агротехники и внесения органических удобрений, но и от свойств почвообразующих пород. Максимальное его содержание выявлено в агростратоземе темногумусовом на известняках (ключевой участок Муги). Насыщенность почв основаниями обусловила накопление органического вещества за счет уменьшения скорости его минерализации [39, 40].
Содержание глины в почвах земледельческих террас также определялось свойствами почвообразующих пород. Наиболее тяжелыми по гранулометрическому составу были агростратозем светлогумусовый и темногумусовый ключевых участков Джаба (глинистые сланцы) и Муги (известняки) соответственно, наиболее легким – агростратозем светлогумусовый ключевого участка Акуша (песчаники).
Во всех изученных почвах земледельческих террас среднегорного Дагестана реакция среды изменялась от слабо-до сильнощелочной.
Микробная биомасса. В целом изученные почвы характеризовались невысоким содержанием Сорг, что дает основание использовать метод определения содержания дцДНК в качестве оценки микробной биомассы [15]. Кроме того, сильнощелочная реакция среды большинства почв, делает невозможным использование традиционного расчета микробной биомассы методом субстрат-индуцированного дыхания [13, 45].
Микробная биомасса террасовых почв определялась свойствами почвообразующих пород. Так, в агростратоземе темногумусовом на известняках (ключевой участок Муги) высоким значениям Смик способствовал тяжелый гранулометрический состав, а также большое содержание Сорг. Известно, что гуминовые вещества способны связывать внеклеточную ДНК с помощью катионной связи [24], а способность глины связывать ДНК на три порядка выше, чем у песка [18].
Минимальные значения Смик наблюдались в почве неорошаемой террасы на аллювиальных отложениях (ключевой участок Гоцатль). Кроме того, варьирование микробной биомассы по профилю террасовых почв связано с различной интенсивностью поступления органических удобрений при распашке в прошлом. Известно, что поступление значительного количества органических удобрений (навоза и компостов) приводит к стабилизации и увеличению содержания почвенного органического вещества и микробной биомассы [30, 31, 33].
Активность ферментов углеродного цикла. В общем углеводном обмене в почве наибольший интерес представляют целлюлазы, глюкозидазы и ксиланаза [10]. Целлобиогидролаза расщепляет молекулу целлюлозы до целлобиозы, которая затем под действием β-глюкозидазы, разлагается до глюкозы, ксиланаза участвует в разложении ксилана, входящего в состав гемицеллюлоз, α-глюкозидаза участвует в разложении мальтозы.
В изученных почвах активность четырех важнейших ферментов, вовлеченных в минерализацию углеводов, в целом была невысокой и уменьшалась во всех почвенных слоях в следующем порядке: β-глюкозидаза > ксиланаза > α-глюкозидаза > целлобиогидролаза. Основным фактором, влияющим на активность ферментов углеродного цикла, была величина Смик. Варьирование ферментативной активности определялось на 80–94% также величиной Смик. Ослабление зависимости отмечено только в отношении целлобиогидролазы, активность которой зависела от Смик лишь на 61%. Высокие значения ферментов углеродного цикла отмечались только в верхних горизонтах почв, затем их активность резко падала с глубиной.
Активность ферментов азотного цикла. Рассмотрим особенности изменения активности двух ферментов: лейцинаминопептидазы, ответственной за разложение азотсодержащих органических компонентов до аминокислот [20], и хитиназы, ответственной за гидролиз грибного хитина и бактериального пептидогликана и являющейся важным посредником в цикле азота и углерода в почвах [51].
Активность лейцинаминопептидазы была существенно выше активности хитиназы во всех изученных почвах. В исследованных террасовых почвах, сформированных на различных почвообразующих породах, активность ферментов азотного цикла была достаточно близка, т.е. несмотря на различия в условиях почвообразования, сельскохозяйственная практика с применением органических удобрений в прошлом привела к выравниванию ферментативной активности в почвах. В свою очередь, это может указывать на сходные особенности круговорота азота в постагрогенных почвах среднегорной зоны Восточного Кавказа. Кроме того, отмечено возрастание ферментативной активности, в первую очередь лейцинаминопептидазы, на различных глубинах в пахотных слоях. Существенное уменьшение активности лейцинаминопептидазы наблюдалось лишь в почве неорошаемой террасы на аллювиальных отложениях (ключевой участок Гоцатль).
Активность ферментов фосфорного цикла. Фосфомоноэстеразы являются наиболее изученными ферментами, в связи с их высокой значимостью в минерализации органического фосфора. В зависимости от реакции почвенной среды выделяют кислую и щелочную фосфомоноэстеразу, которые продуцируются многими грибами, бактериями, а также корнями растений [28, 42, 50]. Неорганическая пирофосфатаза катализирует гидролиз пирофосфатов до ортофосфатов. Фосфодиэстераза осуществляет гидролиз фосфодиэфирной связи органических соединений [20].
Как правило, в почвах земледельческих террас исследованных ключевых участков активность ферментов фосфорного цикла по всему почвенному профилю уменьшалась в ряду: щелочная фосфатаза > фосфодиэстераза > кислая фосфатаза > пирофосфатаза. Выявленные различия в ферментативной активности указывают на существенные различия в метаболических путях трансформации соединений фосфора в почвах антропогенно-преобразованных экосистем.
Увеличение ферментативной активности при внесении навоза почв – хорошо известный факт, что в первую очередь относится именно к активности щелочной фосфатазы [21, 35].
Активность ферментов фосфорного цикла во многом определялась содержанием Смик и физической глины, а также особенностями хозяйственного использования почв в прошлом. Максимальная активность фосфатаз наблюдалась в агростратоземе светлогумусовом ключевого участка Гоцатль. Данная территория характеризуется засушливыми условиями с периодическими засухами, поэтому до недавнего времени практиковалось орошение напуском [2]. Предположительно этот агротехнический прием привел к увеличению биологической активности почв [1, 11, 16].
В агростратоземе темногумусовом ключевого участка Муги фосфатазная активность также была высокой по всему профилю почвы, что связано с высоким содержанием Сорг и физической глины. Здесь в слое погребенной почвы (90–120 см) активность щелочной фосфатазы достигала 100 нмоль 4-МУФ/(г почвы ч), однако в слое 0–10 см наблюдалось уменьшение ферментативной активности, вызванное распашкой с использованием тяжелой техники. Минимальная активность ферментов фосфорного цикла выявлена в агростратоземе светлогумусовом легкого гранулометрического состава на песчаниках (ключевой участок Акуша) и агростратоземе светлогумусовом среднесуглинистом неорошаемого участка на аллювиальных отложениях (ключевой участок Гоцатль). Следует отметить, что регулярное припахивание больших объемов материла почвообразующей породы в почвенную толщу при распашке приводило к эффекту “разбавления” биологической активности почв.
Активность арилсульфатазы. Арилсульфатаза важнейший фермент цикла серы, и ее активность может существенно изменяться при земледельческом освоении территории. Показано, что именно активность арилсульфатазы в большей степени изменяется в ответ на внесение навоза [35].
Из-за очень схожих тенденций изменения активности арилсульфатазы в изученных почвах с активностью фосфатаз, ограничимся кратким описанием особенностей изменения активности данного фермента в почвах. Активность арилсульфатазы в изученных почвах достигала 17 нмоль 4-МУФ/ (г почвы ч). В отличие от фосфатаз данный фермент в худшей степени сохранялся в глубоких почвенных слоях, где активность арилсульфатазы не выявлена.
Таким образом, ферментативная активность почв исследованных земледельческих террас уменьшалась в следующем ряду: щелочная фосфатаза > фосфодиэстераза > кислая фосфатаза ≥ пирофосфатаза ≥ лейцинаминопептидаза > арилсульфатаза > хитиназа > β-глюкозидаза > ксиланаза > α-глюкозидаза > целлобиогидролаза. Это может указывать на недостаточную обеспеченность всех исследованных почв фосфором, в соответствии с общей теорией микробного метаболизма, так как недостаток тех или иных элементов питания в доступной форме приводит к необходимости увеличения активности ферментов, участвующих в круговороте биогенных элементов [36, 48].
Статистическая обработка полученных данных. Во всех изученных почвах земледельческих террас ферментативная активность была статистически значимой и имела прямую взаимосвязь (табл. 3). Наиболее сильная зависимость наблюдалась между активностями ферментов цикла углерода и хитиназы. Активность арилсульфатазы тесно коррелировала с активностью кислой фосфатазы, а активность щелочной фосфатазы с пирофосфатазой, фосфодифосфатазой и кислой фосфатазой. Для всех ферментов, кроме целлобиогидралазы, отмечена тесная взаимосвязь с микробной биомассой.
Таблица 3. Коэффициенты корреляции между ферментативной активностью и содержанием Сорг и Смик в изученных почвах. Незначимые корреляции при α < 0.05 отмечены
Параметр | 1* | 2 | 3 | 4 | 5 | 6 | 7 | 8 | 9 | 10 | 11 | 12 | 13 |
Сорг (1) | 1 | 0.70 | 0.66 | 0.49 | 0.45 | 0.43 | 0.52 | 0.54 | 0.69 | 0.62 | 0.61 | 0.54 | 0.24* |
Смик (2) | 1 | 0.88 | 0.80 | 0.85 | 0.82 | 0.91 | 0.83 | 0.94 | 0.86 | 0.85 | 0.92 | 0.61 | |
Арилсульфатаза (3) | 1 | 0.58 | 0.67 | 0.61 | 0.78 | 0.75 | 0.96 | 0.95 | 0.87 | 0.79 | 0.33 | ||
α-Глюкозидаза (4) | 1 | 0.85 | 0.89 | 0.86 | 0.60 | 0.66 | 0.58 | 0.65 | 0.80 | 0.85 | |||
β-Глюкозидаза (5) | 1 | 0.95 | 0.94 | 0.87 | 0.80 | 0.65 | 0.72 | 0.83 | 0.83 | ||||
Ксиланаза (6) | 1 | 0.88 | 0.75 | 0.72 | 0.62 | 0.71 | 0.85 | 0.91 | |||||
Хитиназа (7) | 1 | 0.82 | 0.86 | 0.76 | 0.76 | 0.83 | 0.70 | ||||||
Лейцин-АП (8) | 1 | 0.85 | 0.67 | 0.67 | 0.71 | 0.55 | |||||||
Кислая фосфатаза (9) | 1 | 0.93 | 0.90 | 0.86 | 0.48 | ||||||||
Фосфодиэстераза (10) | 1 | 0.91 | 0.85 | 0.39 | |||||||||
Пирофосфатаза (11) | 1 | 0.90 | 0.57 | ||||||||||
Щелочная фосфатаза (12) | 1 | 0.75 | |||||||||||
Целлобиогидралаза (13) | 1 |
Примечание. Цифры – это номер параметра. В столбце параметры в скобках указаны эти номера.
Корреляционная связь между содержанием Сорг и ферментативной активностью была слабая и средняя. Наиболее слабой была корреляция между содержанием Сорг и активностью ферментов цикла углерода, а также пирофосфатазы. Более выраженная взаимосвязь активности всех изученных ферментов с Смик по сравнению с Сорг может указывать на преимущественно микробное происхождение ферментов в почвах земледельческих террас. В изученных почвах связь между ферментами определялась оптимумами рН их работы. В целом ферменты с оптимальными кислыми условиями определения (рН 5.8), а именно активность ксиланазы, целлобиогидралазы, хитиназы, кислой фосфатазы и пирофосфатазы тесно коррелировали между собой.
Канонический анализ соответствий отражает взаимосвязь ферментативной активности с почвенными и климатическими характеристиками (рис. 2). Все изученные характеристики, кроме количества осадков и величины рН были статистически значимыми (р < 0.05). В удобряемых террасовых почвах отмечена некоторая зависимость активности кислой фосфатазы и фосфодиэстеразы от содержания Сорг. Также выявлена обратная взаимосвязь активности лейцинаминопептидазы и пирофосфатазы с содержанием физической глины.
Рис. 2. Канонический анализ соответствия для почвенных характеристик и активности гидролитических ферментов изученных почв
На рис. 3 представлена кластеризированная тепловая карта, которая отражает структуру пула гидролитических ферментов в изученных почвах. Все ферменты группировались в два больших кластера (рис. 3а): в первый вошли ферменты с минимальной активностью в почвах, а именно ферменты углеродного цикла, а также кислая фосфатаза; во второй – щелочная фосфатаза, фосфодифосфатаза, пирофосфатаза, лейцинаминопептидаза и хитиназа, т.е. ферменты с максимальной относительной активностью. Увеличение активности ферментов фосфорного и азотного циклов непосредственно связано с внесением навоза и других органических субстратов, что неоднократно было отмечено ранее [21, 27, 30, 31, 35].
Рис. 3. Кластеризированная тепловая карта ферментативной активности, содержания Сорг и Смик в изученных почвах. Фактические значения исследованных показателей пересчитаны в проценты от максимальных. (а) абсолютная ферментативная активность, (b) удельная активность. 1 – ключевой участок Муги, 2 – ключевой участок Джаба, 3 – ключевой участок Акуша, 4 – ключевой участок Гуниб, ключевой участок Гоцатль: 5 – почва орошаемого участка, 6 – почва неорошаемого участка
Для оценки пула ферментов, связанных непосредственно с функционированием микроорганизмов, рассчитана удельная ферментативная активность на единицу микробной биомассы. Установлено, что антропогенная деятельность, связанная с распашкой и внесением органических удобрений, привела к увеличению удельной ферментативной активности. Это указывает на повышение физиологической эффективности микробных сообществ почв в результате хозяйственного использования почв, что, в свою очередь, связано с увеличением скорости продуцирования ферментов. Данное наблюдение было отмечено авторами [17, 34, 43]. Так, в исследованных почвах в некоторых случаях удельная ферментативная активность в слоях глубже 70 см была даже выше, чем активность в верхних горизонтах (0–10/0–20 см).
Удельная ферментативная активность почв разделялась на следующие кластеры (рис. 3б): в первый вошли ферменты с минимальной активностью: α-глюкозидаза, целлобиогидралаза и ксиланаза, а во второй – ферменты фосфорного и азотного циклов, а также арилсульфатаза и β-глюкозидаза. В отдельный кластер выделялась фосфодифосфатаза, фермент с максимальной удельной активностью во всех изученных террасных почвах.
Таким образом, увеличение удельной ферментативной активности указывает на увеличение скорости продуцирования новых ферментов микроорганизмами и повышение доступности элементов минерального питания, вызванное внесением органических субстратов, причем высокий уровень биологической активности может сохраняться до 2000 лет.
ЗАКЛЮЧЕНИЕ
Исследование ферментативной активности в почвах земледельческих террас Восточного Кавказа показало, что их хозяйственное использование в эпоху Средневековья привело к ослаблению взаимосвязи ферментативной активности с основными почвенными характеристиками, такими как содержание органического углерода и содержанием физической глины. На уровне тенденций можно говорить о большей активности ферментов фосфорного и азотного циклов в почвах с высоким содержанием органического вещества и со средне-тяжелосуглинистым гранулометрическим составом. Однако полученные результаты могут говорить и о более сложном, многофакторном характере зависимости ферментативной активности от условий окружающей среды. Тесная взаимосвязь микробной биомассы и ферментативной активности может указывать на преимущественно микробное происхождение ферментов в почвах земледельческих террас.
Увеличение удельной ферментативной активности, рассчитанной на единицу микробной биомассы, непосредственно связано с внесением органических удобрений.
Внесение навоза увеличивало скорость продуцирования ферментов микроорганизмами, которые затем связывались с органо-минеральным комплексом почв, что обусловило сохранение высокого уровня их активности до наших дней.
ФИНАНСИРОВАНИЕ РАБОТЫ
Исследование осуществлено в рамках выполнения государственного задания № 0191-2019-0046.
КОНФЛИКТ ИНТЕРЕСОВ
Авторы заявляют, что у них нет конфликта интересов.
1 Описание объектов и свойства почв ключевых участков, представленных в настоящей работе, были опубликованы ранее, поэтому ограничимся краткой информацией.
About the authors
E. V. Chernysheva
Institute of Physicochemical and Biological Problems in Soil Science of the Russian Academy of Sciences
Author for correspondence.
Email: e.chernyysheva@yandex.ru
Russian Federation, Pushchino
F. Fornasier
Centro di Ricerca Viticoltura ed Enologia; SOLIOMICS
Email: e.chernyysheva@yandex.ru
Italy, Gorizia; Udine
References
- Бабаев М.П., Оруджева Н.И. Оценка биологической активности почв субтропической зоны Азербайджана // Почвоведение. 2009. № 10. С. 1248–1255.
- Борисов А.В., Коробов Д.С., Идрисов И.А., Калинин П.И. Почвы земледельческих террас с подпорными стенками в горном Дагестане // Почвоведение. 2018. № 1. С. 26–36. https://doi.org/10.7868/ S 0032180 X 17010038
- Борисов А.В., Каширская Н.Н., Ельцов М.В., Пинской В.Н., Плеханова Л.Н., Идрисов И.А. Почвы древних земледельческих террас Восточного Кавказа // Почвоведение. 2021. № 5. С. 542–557. https://doi.org/10.31857/S0032180X2105004X
- Демкинa Т.С., Борисов А.В., Хомутова Т.Э. Сравнительная характеристика современных и погребенных почвенных комплексов в пустынно-степной зоне Волго-Донского междуречья // Почвоведение. 2019. № 11. C. 1295–1306. http :// dx. doi. org /10.1134/ S 0032180 X 19110029
- Каширская Н.Н., Плеханова Л.Н., Чернышева Е.В., Ельцов М.В., Удальцов С.Н., Борисов А.В. Пространственно-временные особенности фосфатазной активности естественных и антропогенно-преобразованных почв // Почвоведение. 2020. № 1. С. 89–101. https://doi.org/10.31857/ S 0032180 X 20010098
- Куликова А.Х. Антонова С.А., Козлов А.В. Ферментативная активность почвы в зависимости от удобрения // Вестник Ульяновской государственной сельскохозяйственной академии. 2017. № 4. С. 36–42.
- Минникова Т.В., Мокриков Г.В., Казеев К.Ш., Акименко Ю.В., Колесников С.И. Оценка ферментативной активности черноземов Ростовской области под бинарными посевами подсолнечника // Известия ТСХА. 2017. Вып. 6. С. 141–155.
- Собина А.С., Хачиков Э. А., Шмараева А. Н., Федоренко А. Н., Приходько В.Д., Казеев К.Ш. Биологическая активность чернозема обыкновенного через 5 лет после прекращения агрогенной обработки // Агрохимический вестник. 2022. № 1. С. 22–26.
- Теории и методы физики почв / Под ред. Шеина Е.В., Карпачевского Л.О. М.: Гриф и К, 2007. 616 с.
- Хазиев Ф.Х. Системно-экологический анализ ферментативной активности почв. М.: Наука, 1982. 204 с.
- Хамова О.Ф., Бойко В.С. Влияние минеральных удобрений и орошения на биологическую активность лугово-черноземной почвы и урожайность многолетних трав //Агрохимия. 2004. № 11. С. 9–13.
- Хомутова Т.Э. Демкина Т.С., Борисов А.В., Шишлина Н.И. Состояние микробных сообществ подкурганных палеопочв пустынно-степной зоны эпохи средней бронзы (XXVII – XXVI вв. до н.э.) в связи с динамикой увлажненности климата // Почвоведение. 2017. № 2. С. 239–248. https://doi.org/10.7868/ S 0032180 X 1702006 X
- Чернышева Е.В., Форназьер Ф., Борисов А.В. Коэффициенты пересчета содержания двухцепочечной ДНК в углерод микробной биомассы почв: физико-химические аспекты и влияние антропогенной деятельности // Почвоведение. 2023. № 5. С. 664–675. https://doi.org/10.31857/S0032180X2260127X
- Щур А.В., Виноградов Д.В., Валько В.П. Влияние различных уровней агроэкологических нагрузок на биохимические характеристики почвы // Юг России: экология, развитие. 2016. Т. 11. № 4. С. 139–148.
- Anderson T.-H., Martens R. DNA determinations during growth of soil microbial biomasses // Soil Biol. Biochem. 2013. V. 57. P. 487–495. https://doi.org/10.1016/j. soilbio.2012.09.031
- Bastida F., Torres I.F., Romero-Trigueros C., Baldrian P., Větrovský T., Alarcon J.J. Combined effects of reduced irrigation and water quality on the soil microbial community of a citrus orchard under semi-arid conditions // Soil Biol. Biochem. 2017. V. 104. P. 226–237. https://doi.org/10.1016/j.soilbio.2016.10.024
- Beheshti A., Raiesi F., Golchin A. Soil properties, C fractions and their dynamics in land use conversion from native forests to croplands in northern Iran // Agric. Ecosyst. Environ. 2012. V. 148. P. 121–133. https://doi.org/10.1016/j.agee.2011.12.001
- Blum S.A.E., Lorenz M.G., Wackernagel W. Mechanism of retarded DNA degradation and prokaryotic origin of DNases in nonsterile soils // Systematic Appl. Microbiol. 1997. V. 20. P. 513–521. https://doi.org/10.1016/S0723-2020(97)80021-5
- Burns R.G., DeForest J.L., Marxsen J., Sinsabaugh R.L., Stromberger M.E., Wallenstein M.D., Weintraub M.N. et al. Soil enzymes in a changing environment: Current knowledge and future directions // Soil Biol. Biochem. 2013. V. 58. P. 216–234. https://doi.org/10.1016/j.soilbio.2012.11.009
- Chen W., Wu L., Frankenberger W.T., Chang A.C. Soil enzyme activities of long‐term reclaimed wastewater‐irrigated soils // J. Environ. Qual. 2008. V. 37 (S5). P. S-36–41. https://doi.org/10.2134/jeq2007.0315
- Chernysheva E., Khomutova T., Fornasier F., Kuznetsova T., Borisov A. Effects of long-term medieval agriculture on soil properties: A case study from the Kislovodsk basin, Northern Caucasus, Russia // J. Mt. Sci. 2018. V. 15. P. 1171–1185. https://doi.org/10.1007/s11629-017-4666-7
- Chernysheva E., Korobov D., Khomutova T., Fornasier F., Borisov A. Soil microbiological properties in livestock corrals: An additional new line of evidence to identify livestock dung // J. Archaeol. Sci: Rep. 2021. V. 37. 103012 https://doi.org/10.1016/j.jasrep.2021.103012.
- Cowie A., Lonergan, V.E., Rabbi F.S.M., Fornasier F., Macdonald C., Harden S., Akitomo Kawasaki A. et al. The impact of carbon farming practices on soil carbon in northern New South Wales // Soil Res. 2013. V. 51. P. 707–718. https://doi.org/10.1071/SR13043
- Crecchio C., Stotzky G. Binding of DNA on humic acids: effect on transformation of Bacillus subtilis and resistance to DNase // Soil Biol. Biochem. 1998. V. 30. P. 1060–1067. https://doi.org/10.1016/S0038-0717(97)00248-4
- Cui Y., Bing H., Fang L., Jiang M., Shen G., Yu J., Wang X. et al. Extracellular enzyme stoichiometry reveals the carbon and phosphorus limitations of microbial metabolisms in the rhizosphere and bulk soils in alpine ecosystems // Plant Soil. 2019. V. 458. P. 7–20. https://doi.org/10.1007/s11104-019-04159-x
- De Medeiros E.V., de Alcantara Notaro K., de Barros J.A., da Silva Moraes W., Silva A. O., Moreira K.A. Absolute and specific enzymatic activities of sandy entisol from tropical dry forest, monoculture and intercropping areas // Soil Tillage Res. 2015. V. 145. P. 208–215. https://doi.org/10.1016/j.still.2014.09.013
- Dick R.P., Sandor J.A., Eash N.S. Soil enzyme activities after 1500 years of terrace agriculture in the Colca Valley, Peru // Agr. Ecosyst. Environ. 1994. V. 50. P. 123–131. https://doi.org/10.1016/0167-8809(94)90131-7
- Dinkelaker B., Marschner H. In vivo demonstration of acid phosphatase activity in the rhizosphere of soil-grown plants // Plant Soil. 1992. V. 144. P. 199–205. https://doi.org/10.1007/BF00012876.
- Duly O., Nannipieri P. Intracellular and extracellular enzyme activity in soil with reference to elemental cycling // Zeitschrift fuÈr Pflanzenerna Èhrung und Bodenkunde. 1998. V. 161. P. 243–248. https://doi.org/10.1002/jpln19983581610310
- Edmeades D.C. The long-term effects of manure and fertilisers on soil productivity and quality: a review // Nutr. Cycl. Agroecosys. 2003. V. 66. P. 165–180. https://doi.org/10.1023/A:1023999816690
- Giacometti C., Demyan M.S., Cavani L, Marzadori C., Ciavatta C., Kandeler E. Chemical and microbiological soil quality indicators and their potential to differentiate fertilization regimes in temperate agroecosystems // Appl. Soil Ecol. 2013. V. 64. P. 32–48. https://doi.org/10.1016/j.apsoil.2012.10.002
- Hendriksen N.B., Creamer R.E., Stone D. Winding A. Soil exo-enzyme activities across Europe – The influence of climate, land-use and soil properties // Appl. Soil Ecol. 2016. V. 97. P. 44–48. https://doi.org/10.1016/j.apsoil.2015.08.012
- Homburg J.A., Sandor J.A. Anthropogenic effects on soil quality of ancient agriculture systems of the American Southwest // Catena. 2011. V. 85. P. 144–154. https://doi.org/10.1016/j.catena.2010.08.005
- Lagomarsino A., Benedetti A., Marinari S., Pompili L., Moscatelli M.C., Roggero P.P., Lai R. et al. Soil organic C variability and microbial functions in a Mediterranean agroforest ecosystem // Biol. Fertil. Soils. 2011. V. 47. P. 283–291. https://doi.org/10.1007/s00374-010-0530-4
- Liu S., Wang J., Pu S., Blagodatskaya E., Kuzyakov Y., Razavi B.S. Impact of manure on soil biochemical properties: A global synthesis // Sci. Total Environ. 2020. V. 745. P. 141003. https://doi.org/10.1016/j.scitotenv.2020.141003
- Margalef O., Sardans J., Fernández-Martínez M., Molowny-Horas R., Janssens I.A., Ciais P., Goll D. et al. Global patterns of phosphatase activity in natural soils // Sci. Rep. 2017. V. 7. P. 1337. https://doi.org/10.1038/s41598-017-01418-8
- Marx M.C., Wood M., Jarvis S.C. A microplate fluorimetric assay for the study of enzyme diversity in soils // Soil Biol. Biochem. 2001. V. 33. P. 1633–1640. https://doi.org/10.1016/S0038-0717(01)00079-7
- Moghimian N., Hosseini S.M., Kooch Y., Darki B.Z. Impacts of changes in land use/cover on soil microbial and enzyme activities // Catena. 2017. V. 157. P. 407–414. https://doi.org/10.1016/jcatena201706003
- Muneer M., Oades J.M. The role of Ca-organic interactions in soil aggregate stability. 1. Laboratory studies with glucose-C-14, CaCO 3 and CaSO 4 ·H 2 O // Austral. J. Soil Res. 1989. V. 27. P. 389–399. https://doi.org/10.1071/SR9890389
- Muneer M., Oades J.M. The role of Ca-organic interactions in soil aggregate stability. 2. Field studies with C-14-labeled straw, CaCO 3 and CaSO 4 ·H 2 O // Austral. J. Soil Res. 1989. V. 27. P. 401–409. https://doi.org/10.1071/SR9890401
- Nannipieri P., Giagnoni L., Landi L., Renella G. Role of Phosphatase Enzymes in Soil // Phosphorus in Action. Soil Biology / Eds. Bünemann E., Oberson A., Frossard E. Berlin: Springer, 2011. V. 26. P. 215–243.
- Ovsepyan L., Kurganova I., de Gerenyu V.L., Kuzyakov Y. Conversion of cropland to natural vegetation boosts microbial and enzyme activities in soil // Sci. Total Environ. 2020. V. 743. P. 140829. https://doi.org/10.1016/j.scitotenv.2020.140829
- Raiesi F., Beheshti A. Soil specific enzyme activity shows more clearly soil responses to paddy rice cultivation than absolute enzyme activity in primary forests of northwest Iran // Appl. Soil Ecol. 2014. V. 75. P. 63–70. https://doi.org/10.1016/j.apsoil.2013.10.012
- Rosinger C., Rousk J., Sandén H. Can enzymatic stoichiometry be used to determine growth-limiting nutrients for microorganisms? – A critical assessment in two subtropical soils // Soil Biol. Biochem. 2019. V. 128. P. 115–126. https://doi.org/10.1016/j.soilbio.2018.10.011
- Semenov M., Blagodatskaya E., Stepanov A., Kuzyakov Ya. DNA-based determination of soil microbial biomass in alkaline and carbonaceous soils of semi-arid climate // J. Arid Environ. 2018. V. 150. P. 54–61. https://doi.org/10.1016/j.jaridenv.2017.11.013
- Silva E.D., de Medeiros E.V., Duda G.P., Lira M.A., Brossard M., de Oliveira J.B., dos Santos U.J. et al. Seasonal effect of land use type on soil absolute and specific enzyme activities in a Brazilian semi-arid region // Catena. 2019. V. 172. P. 397–407. https://doi.org/10.1016/j.catena.2018.09.007
- Sinsabaugh R.L., Lauber C.L., Weintraub M.N., Ahmed B., Allison S.D., Crenshaw C. et al. Stoichiometry of soil enzyme activity at global scale // Ecol. Lett. 2008. V. 11. P. 1252–1264. https://doi.org/10.1111/j.1461-0248.2008.01245.x
- Sinsabaugh R.L., Moorhead D.L. Resource allocation to extracellular enzyme production: A model for nitrogen and phosphorus control of litter decomposition // Soil Biol. Biochem. 1994. V. 26. P. 1305–1311. https://doi.org/10.1016/0038-0717(94)90211-9
- Scherer S., Höpfer B., Deckers K., Fischer E., Fuchs M., Kandeler, E., Lechterbeck J. Middle Bronze Age land use practices in the northwestern Alpine foreland–a multi-proxy study of colluvial deposits, archaeological features and peat bogs // Soil. 2021. V. 7. P. 269–304. https://doi.org/10.5194/soil-7-269-2021
- Tarafdar J.C., Claassen N. Organic phosphorus compounds as a phosphorus source for higher plants through the activity of phosphatases produced by plant roots and microorganisms // Biol. Fertil. Soils. 1988. V. 5. P. 308–312. https://doi.org/10.1007/BF00262137.
- Tischer A., Blagodatskaya E., Hamer U. Microbial community structure and resource availability drive the catalytic efficiency of soil enzymes under land-use change conditions // Soil Biol. Biochem. 2015. V. 89. P. 226–237. https://doi.org/10.1016/j.soilbio.2015.07.011
- Wang Q., Wang S. Response of labile soil organic matter to changes in forest vegetation in subtropical regions // Appl. Soil Ecol. 2011. V. 47. P. 210–216. https://doi.org/10.1016/j.apsoil.2010.12.004
- Welc M., Frossard E., Egli S., Bünemann E.K., Jansa J. Rhizosphere fungal assemblages and soil enzymatic activities in a 110-years alpine chronosequence // Soil Biol. Biochem. 2014. V. 74. P. 21–30. https://doi.org/10.1016/j.soilbio.2014.02.014
- Xiao W., Chen X., Jing X., Zhu B. A meta-analysis of soil extracellular enzyme activities in response to global change // Soil Biol. Biochem. 2018. V. 123. P. 21–32. https://doi.org/10.1016/j.soilbio.2018.05.001
- Zhao T., Lozano Y.M., Rillig M.C. Microplastics increase soil pH and decrease microbial activities as a function of microplastic shape, polymer type, and exposure time // Front. Environ. Sci. 2021. V. 9. P. 675803. https://doi.org/10.3389/fenvs.2021.675803
- Zuccarini P., Sardans J., Asensio L., Peñuelas J. Altered activities of extracellular soil enzymes by the interacting global environmental changes // Glob. Chang. Biol. 2023. V. 29. P. 2067–2091. https://doi.org/10.1111/gcb.16604
Supplementary files
