COMPARATIVE ANALYSIS OF BIOCHEMICAL AND HISTOPATHOLOGICAL PARAMETERS OF THE LIVER IN THREE FISH SPECIES OF THE BLACK SEA

Cover Page

Cite item

Full Text

Open Access Open Access
Restricted Access Access granted
Restricted Access Subscription Access

Abstract

Biochemical parameters (level of lipid peroxidation and oxidized proteins, glucose content; activity of superoxide dismutase, catalase, peroxidase, aminotransferases and cholinesterase) and histopathological parameters of the liver are studied for European black scorpionfish Scorpaena porcus, red mullet Mullus ponticus, and the East Atlantic peacock wasse Symphodus tinca. Most of the biochemical and histopathological responses in the fish liver were non-specific; they depended on the biological characteristics of the species, ecological group, and parasite infestation. High values of lipid peroxidation and oxidized proteins, superoxide dismutase activity, and the occurrence of melanomacrophage centers in the liver of the European black scorpionfish are a consequence of the more pronounced toxic effect of the environment, caused by constant contact with contaminated sediments. A response to parasitic invasion and the development of secondary inflammation, represented by the highest levels of lipid peroxidation, peroxidase activity, and the presence of melanomacrophage centers, was found in the liver of the bottom-pelagic East Atlantic peacock wasse. The aminotransferase and cholinesterase activities and glucose content increased in a number of studied fish species in order of increasing their natural mobility. Five types of histopathological changes of the liver were detected, related to three types of responses (circulatory disorders, regressive changes and inflammatory responses). Most of the histopathological changes were corresponded to the first factor of significance and were reversible, which indicated a satisfactory condition of the fish and a weak toxic effect of the environment.

About the authors

T. B. Sigacheva

Kovalevsky Institute of Biology of the Southern Seas, Russian Academy of Sciences

Email: sigacheva.t@ibss-ras.ru
Sevastopol, Russia

E. N. Skuratovskaya

Kovalevsky Institute of Biology of the Southern Seas, Russian Academy of Sciences

Sevastopol, Russia

T. V. Gavruseva

Kovalevsky Institute of Biology of the Southern Seas, Russian Academy of Sciences

Sevastopol, Russia

References

  1. Андреева А.М., Базарова З.М., Торопыгин И.Ю. и др. 2023. Анализ состава фракции из осмотически активных белков сыворотки крови атлантической трески Gadus morhua // Журн. эволюц. биохимии и физиологии. Т. 59. № 2. С. 90–99. https://doi.org/10.31857/S004445292302002X
  2. Болтачев А.Р., Карпова Е.П. 2017. Морские рыбы Крымского полуострова. Симферополь: Бизнес-Информ, 376 с.
  3. Гаевская А.В. 2004. Паразиты и болезни морских и океанических рыб в природных и искусственных условиях. Севастополь: ЭКОСИ-Гидрофизика, 237 с.
  4. Гаевская А.В. 2005. Анизакидные нематоды и заболевания, вызываемые ими у животных и человека. Севастополь: ЭКОСИ-Гидрофизика, 223 с.
  5. Гаевская А.В., Корнийчук Ю.М., Мачкевский В.К. и др. 2010. Особенности функционирования паразитарной системы нематоды Hysterothylacium aduncum (Nematoda: Anisakidae) в Чёрном море // Мор. екол. журн. Т. 9. № 2. С. 37–50.
  6. Дейнека В.И., Шапошников А.А., Дейнека Л.А. и др. 2008. Каротиноиды: строение, биологические функции и перспективы применения // Науч. ведомости БелГУ. Сер. Медицина. Фармация. Вып. 6. № 6 (46). С. 19–25.
  7. Дубинина Е.Е., Бурмистов С.О., Ходов Д.А., Поротов И.Г. 1995. Окислительная модификация белков сыворотки крови человека, метод её определения // Вопр. мед. химии. Т. 41. № 1. С. 24–26.
  8. Ефимов А.А., Маслякова Г.Н. 2009. О роли липофусцина в инволютивных и патологических процессах // Саратов. науч.-мед. журн. Т. 5. № 1. С. 111–115.
  9. Заботкина Е.А. 2017. Влияние токсикантов органической и неорганической природы на структуру мелано-макрофагальных центров у костистых рыб (обзор) // Тр. ИБВВ РАН. Вып. 77 (80). С. 20–33.
  10. Королюк М.А., Иванова Л.И., Майорова И.Г., Токарев В.Е. 1988. Метод определения активности каталазы // Лаб. дело. № 1. С. 16–19.
  11. Крючков В.Н., Дубовская А.В., Фомин И.В. 2006. Особенности патологической морфологии печени рыб в современных условиях // Вестн. АГТУ. Сер. Рыб. хоз-во. № 3 (32). С. 94–100.
  12. Матрусевич А.К., Карузин К.А. 2015. Оксидативный стресс и его роль в формировании дизадаптации и патологии // Биорадикалы и антиоксидантны. Т. 2. № 2. С. 5–18.
  13. Микодина Е.В., Седова М.А., Чмилевский Д.А. и др. 2009. Гистология для ихтиологов: опыт и советы. М.: Изд-во ВНИРО, 112 с.
  14. Минеев А.К., Минеева О.В. 2019. Гистопатологии печени у рыб Саратовского водохранилища // Теор. и приклад. экология. № 3. С. 114–119. https://doi.org/10.25750/1995-4301-2019-3-114-119
  15. Моисеенко Т.И. 2009. Водная экотоксикология: теоретические и прикладные аспекты. М.: Наука, 399 c.
  16. Немова Н.Н. 2010. Механизмы биохимических адаптаций у водных организмов: экологические и эволюционные аспекты // Современные проблемы физиологии и биохимии водных организмов. Т. I. Экологическая физиология и биохимия водных организмов. Петрозаводск: Изд-во КарНЦ РАН. С. 198–214.
  17. Немова Н.Н. 2023. Эколого-биохимические адаптации водных организмов // Изв. РАН. Сер. биол. № 7. С. 13–22. https://doi.org/10.31857/S1026347023600218
  18. Немова Н.Н., Мещерякова О.В., Лысенко Л.А., Фокина Н.Н. 2014. Оценка состояния водных организмов по биохимическому статусу // Тр. КарНЦ РАН. № 5. С. 18–29.
  19. Правдин И.Ф. 1966. Руководство по изучению рыб. М.: Пищ. пром-сть, 376 с.
  20. Пронина С.В., Батуева М.Д.-Д., Пронин Н.М. 2014. Характеристика меланомакрофаговых центров печени и селезёнки плотвы Rutilus rutilus (Cypriniformes: Cyprinidae) в озере Котокельское в период вспышки гаффской болезни // Вопр. ихтиологии. Т. 54. № 1. С. 107–114. https://doi.org/10.7868/S004287521401010X
  21. Практикум по физико-химическим методам в биологии. 1981. М.: Изд-во МГУ, 239 с.
  22. Руднева И.И. 2003. Эколого-физиологические особенности антиоксидантной системы рыб и процессов перекисного окисления липидов // Успехи соврем. биологии. Т. 123. № 4. С. 391–400.
  23. Руднева И.И., Скуратовская Е.Н., Дорохова И.И. и др. 2011. Биоиндикация экологического состояния морских акваторий с помощью биомаркеров рыб // Вод. ресурсы. Т. 38. № 1. С. 92–97.
  24. Сергеева С.Г., Корниенко Г.Г., Самарская Е.А. и др. 2013. Особенности созревания и патологии половых продуктов барабули Mullus barbatus ponticus и мерланга Odontogadus merlangus euxinus Черного моря // Вопр. рыболовства. Т. 14. № 4 (56). С. 689–702.
  25. Стальная И.Д., Гаришвили Т.Г. 1977. Метод определения малонового диальдегида с помощью тиобарбитуровой кислоты // Современные методы в биохимии. М.: Медицина. С. 66–68.
  26. Старостина В.К., Дегтева С.Д. 2008. Холинэстераза: методы анализа и диагностическое значение. Новосибирск: Вектор-Бест, 35 с.
  27. Фомина А.С. 2019. Результаты патоморфологических исследований рыб Братского водохранилища // Тр. ИБВВ РАН. Вып. 87 (90). С. 41–50. https://doi.org/10.24411/0320-3557-2019-10017
  28. Чеснокова И.И., Руднева И.И. 2019. Видовые особенности активности некоторых ферментов гонад черноморских рыб // Журн. эволюц. биохимии и физиологии. Т. 55. № 5. С. 324–330. https://doi.org/10.1134/S0044452919050048
  29. Чеснокова И.И., Сигачева Т.Б., Скуратовская Е.Н. 2020. Сравнительный анализ биомаркеров печени морского ерша Scorpaena porcus Linnaeus, 1758 из Севастопольских акваторий (Черное море) с разным уровнем загрязнения // Вод. ресурсы. Т. 47. № 3. С. 330–335. https://doi.org/10.31857/S0321059620030050
  30. Шейко Я.И., Савичева Е.А., Свенторжицкий С.В. и др. 2017. Сравнительная физиолого-биохимическая характеристика младших ремонтных групп селекционного зеркального карпа // Вопр. рыб. хоз-ва Беларуси. № 33. С. 32–45.
  31. Эмеретли И.В. 1987. Активность ферментов энергетического обмена в тканях рыб разной естественной подвижности // Экология моря. Вып. 26. С. 57–61.
  32. Agius C., Roberts R.J. 2003. Melano-macrophage centres and their role in fish pathology // J. Fish Dis. V. 26. № 9. P. 499–509. https://doi.org/10.1046/j.1365-2761.2003.00485.x
  33. Bernet D., Schmidt H., Meier W. et al. 1999. Histopathology in fish: proposal for protocol to assess aquatic pollution // J. Fish Dis. V. 22. № 1. P. 25–34. https://doi.org/10.1046/J.1365-2761.1999.00134.X
  34. Cadotte M.W., Carscadden K., Mirotchnick N. 2011. Beyond species: functional diversity and the maintenance of ecological processes and services // J. Appl. Ecol. V. 48. № 5. P. 1079–1087. https://doi.org/10.1111/j.1365-2664.2011.02048.x
  35. Carreras-Colom E., Constenla M., Dallarés S., Carrassón M. 2022. Natural variability and potential use of melanomacrophage centres as indicators of pollution in fish species from the NW Mediterranean Sea // Mar. Pollut. Bull. V. 176. Article 113441. https://doi.org/10.1016/j.marpolbul.2022.113441
  36. Félix R., Valentão P., Andrade P.B. et al. 2020. Evaluating the in vitro potential of natural extracts to protect lipids from oxidative damage // Antioxidants. V. 9. № 3. Article 231. https://doi.org/10.3390/antiox9030231
  37. Fournie J.W., Summers J.K, Courtney L.A. et al. 2001. Utility of splenic macrophage aggregates as an indicator of fish exposure to degraded environments // J. Aquat. Anim. Health. V. 13. № 2. P. 105–116. https://doi.org/10.1577/1548-8667(2001)013<0105:UOSMAA>2.0.CO;2
  38. Gharaei А., Ghaffari М., Keyvanshokooh S., Akrami R. 2011. Changes in metabolic enzymes, cortisol and glucose concentrations of Beluga (Huso huso) exposed to dietary methylmercury // Fish Physiol. Biochem. V. 37. № 3. P. 485–493. https://doi.org/10.1007/s10695-010-9450-3
  39. Lemos M.F.L. 2021. Biomarker studies in stress biology: from the gene to population, from the organism to the application // Biology. V. 10. № 12. Article 1340. https://doi.org/10.3390/biology10121340
  40. Li F., Gu H., Ou F. et al. 2021. Characterization of histopathological and ultrastructural changes in Myxocyprinus asiaticus acutely infected with virulent Aeromonas hydrophila // Aquac. Res. V. 52. № 9. P. 4288–4302. https://doi.org/10.1111/are.15267
  41. Marcogliese D.J., Brambilla L.G., Gagné F., Gendron A.D. 2005. Joint effects of parasitism and pollution on oxidative stress biomarkers in yellow perch Perca flavescens // Dis. Aquat. Organ. V. 63. P. 77–84. https://doi.org/10.3354/dao063077
  42. Muns-Pujadas L., Constenla M., Dallarés S., Padrós F. 2024. Diving into the fish pathology of an important commercial fish species: the case of the European hake (Merluccius merluccius Linnaeus, 1758) in the northwest Mediterranean Sea // J. Fish Biol. V. 105. № 6. P. 1906–1918. https://doi.org/10.1111/jfb.15940
  43. Nishikimi M., Appaji Rao N., Yagi K. 1972. The occurrence of superoxide anion in the reaction of reduced phenazine methosulfate and molecular oxygen // Biochem. Bioph. Res. Co. V. 46. № 2. P. 849–854. https://doi.org/10.1016/s0006-291x(72)80218-3
  44. Orso G., Imperatore R., Coccia E. et al. 2023. A deep survey of fish health for the recognition of useful biomarkers to monitor water pollution // Environments. V. 10. № 12. Article 219. https://doi.org/10.3390/environments10120219
  45. Regoli F., Giuliani M.E. 2014. Oxidative pathways of toxicity and oxidative stress biomarkers in marine organisms // Mar. Environ. Res. V. 93. P. 106–117. https://doi.org/10.1016/j.marenvres.2013.07.006
  46. Ribeiro H.J., Procópio M.S., Gomes J.M.M. et al. 2011. Functional dissimilarity of melanomacrophage centres in the liver and spleen from females of the teleost fish Prochilodus argenteus // Cell Tiss. Res. V. 346. № 3. P. 417–425. https://doi.org/10.1007/s00441-011-1286-3
  47. Rudneva I.I., Skuratovskaya E.N., Kuzminova N.S., Kovyrshina T.B. 2010. Age composition and antioxidant enzyme activities in blood of Black Sea teleosts // Comp. Biochem. Phys. C. V. 151. № 2. P. 229–239. https://doi.org/10.1016/j.cbpc.2009.11.001
  48. Rudneva I.I., Rudyk M.P., Shepelevich V.V. et al. 2017. Response of marine fish liver on environmental pollution // Heavy metals and other pollutants in the environment. N.Y.: Apple Acad. Press. P. 383–402. https://doi.org/10.1201/9781315366029-19
  49. Rudneva I.I., Rudyk M.P., Shepelevych V.V. et al. 2018. Comparative study of health biomarkers of two Black Sea teleost fish species Scorpaena porcus and Symphodus tinca // Abstr. III Intern. Sci. Conf. “Microbiology and Immunology — the development outlook in the 21th century”. Kyiv: Natl. Univ. Kyiv. P. 87–88.
  50. Sayyaf Dezfuli B.S., Fernandes C.E., Galindo G.M. et al. 2016. Nematode infection in liver of the fish Gymnotus inaequilabiatus (Gymnotiformes: Gymnotidae) from the Pantanal Region in Brazil: pathobiology and inflammatory response // Parasite. Vector. V. 9. № 1. Article 473. https://doi.org/10.1186/s13071-016-1772-2
  51. Skuratovskaya E.N., Zav’yalov A.V., Rudneva I.I. 2018. Health parameters and antioxidant response in Black Sea whiting Merlangius merlangus euxinus (Nordmann, 1840) parasitized by nematode Hysterothylacium aduncum (Rud., 1802) // Comun. Sci. V. 9. № 4. P. 700–709. https://doi.org/10.14295/cs.v9i4.2441
  52. Stoliar O.B., Lushchak V.I. 2012. Environmental pollution and oxidative stress in fish // Oxidative stress — environmental induction and dietary antioxidants. Rijeka: Intech. P. 131–166. https://doi.org/10.5772/38094
  53. Suvarna S.K., Layton C., Bancroft J.D. 2013. Bancroft’s theory and practice of histological techniques. Philadelphia: Churchill Livingstone, 637 p. https://doi.org/10.1016/B978-0-7020-4226-3.00032-9
  54. Tkachenko H., Kurhaluk N., Grudniewska J. 2013. Effects of chloramine-T exposure on oxidative stress biomarkers and liver biochemistry of rainbow trout, Oncorhynchus mykiss (Walbaum), brown trout, Salmo trutta (L.), and grayling, Thymallus thymallus (L.) // Arch. Pol. Fish. V. 21. № 1. P. 41–51.
  55. Van Dyken S.J., Locksley R.M. 2013. Interleukin-4 and Interleukin-13mediated alternatively activated macrophages: roles in homeostasis and disease // Ann. Rev. Immunol. V. 31. P. 317–343. https://doi.org/10.1146/annurev-immunol-032712-095906
  56. Venkateswara Rao J., Kavitha P., Jakka N.M. et al. 2007. Toxicity of organophosphates on morphology and locomotor behavior in brine shrimp, Artemia salina // Arch. Environ. Contam. Toxicol. V. 53. № 2. P. 227–232. https://doi.org/10.1007/s00244-006-0226-9

Supplementary files

Supplementary Files
Action
1. JATS XML
Download

Copyright (c) 2025 Russian Academy of Sciences

Согласие на обработку персональных данных

 

Используя сайт https://journals.rcsi.science, я (далее – «Пользователь» или «Субъект персональных данных») даю согласие на обработку персональных данных на этом сайте (текст Согласия) и на обработку персональных данных с помощью сервиса «Яндекс.Метрика» (текст Согласия).