Antioxidant effect of carnosine and carnosine dinitrosyl iron complexes at the conditions modeling peroxidation of biomolecules

Full Text

Карнозин (β-аланил-L-гистидин) – наиболее хорошо изученный гистидиновый дипептид (имидазолсодержащий дипептид), который синтезируется у многих позвоночных организмов. Гистидиновые дипептиды продуцируются в различных органах и тканях, причем их концентрация и состав варьируют в широких пределах [1]. Так, в высоких концентрациях карнозин содержится в сердечных и скелетных мышцах [2]. Также он обнаружен в мозге, в тканях пищеварительной системы и в почках. Для этого дипептида описано множество физиологических функций [1, 3]. Он поддерживает рН в скелетных мышцах, продуцирующих высокие уровни молочной кислоты во время анаэробного гликолиза [4]. В нейронах обонятельных рецепторов карнозин может играть роль нейромодулятора [5, 6]. Также известно, что карнозин регулирует ферменты энергетического обмена: фруктозо-1,6-бисфосфатазу (КФ 3.1.3.11) и фосфорилазы a и b (две формы гликогенфосфорилазы, КФ 2.4.1.1) [7]. В дополнение к этим функциям карнозин известен как потенциальный антиоксидант и антигликирующий агент [1, 3, 8, 9].

Карнозин является хорошим хелатором ионов железа, меди и цинка, удаляет активные формы кислорода и азота, образует аддукты с токсичными электрофильными α,β-ненасыщенными альдегидами [8, 10, 11, ]. Благодаря этим свойствам карнозин может защищать клетки от окислительного повреждения и замедлять их старение [12, 13]. В настоящее время на основе карнозина производят терапевтические средства (биологически активные добавки) для повышения работоспособности при физических нагрузках, замедления старения, иммуномодуляции, для профилактики и лечения диабета, а также неврологических расстройств [6, 13].

Карнозин является потенциальным терапевтическим средством при сердечно-сосудистых и онкологических заболеваниях, сахарном диабете второго типа, нейродегенеративных расстройствах [3, 12, 14, 15]. Имеются доказательства защиты карнозином нейронов при ишемии/реперфузии [6, 16]. Считается, что основной механизм такого действия карнозина связан с металлохелатирующей способностью, поскольку именно ионы металлов являются частой причиной нейродегенеративных процессов [12, 17]. Кроме этого, было продемонстрировано антифиброзное действие этого дипептида [18]. Много работ посвящено изучению противоопухолевой активности карнозина. По данным доклинических исследований, карнозин уменьшает размер раковых клеток и их жизнеспособность [19].

Для повышения устойчивости карнозина к действию гидролизующего фермента карнозиназы (аминоацил-гистидиндипептидаза, КФ 3.4.13.3) его различными способами модифицируют, например, получают OH- или NH-связанные конъюгаты с циклодекстрином и гиалуроновой кислотой [20, 21]. Комплексы карнозина, конъюгированного гиалуроновой кислотой, с ионами Cu²⁺ имитировали действие Cu, Zn-супероксиддисмутазы (SOD1, КФ 1.15.1.1) [21].

Ведутся исследования по созданию на основе карнозина соединений с терапевтическим потенциалом, которые совмещают полезную функцию пептида и конъюгирующего фрагмента. К таким соединениям относят аналоги карнозина, способные выступать в качестве доноров оксида азота (NO^•) [22]. Карнозинамиды, содержащие NO-донорные группы, интересны как терапевтическое средство для лечения широкого спектра хронических сосудистых и нейродегенеративных заболеваний, при которых биодоступность NO^• снижена. Эти соединения защищают от ишемии/реперфузии in vivo, обладают антиоксидантной активностью in vitro, а также вазодилататорным действием на фрагментах аорты крысы [22].

Кроме того, к NO-донорным физиологическим производным карнозина можно отнести динитрозильные комплексы железа (ДНКЖ), в которых карнозин является лигандом. “Карнозиновые” ДНКЖ были получены ранее в работе [23]. На модельной системе, содержавшей гидропероксид трет-бутила, были получены данные о наличии у этих комплексов антиоксидантных и антирадикальных свойств [24].

Цель настоящей работы – более детально изучить антиоксидантное и антирадикальное действие карнозиновых ДНКЖ в условиях, моделирующих перекисное окисление в живых системах.

МЕТОДИКА

В работе были использованы следующие реактивы: гемин, метмиоглобин из скелетных мышц кашалота, L-карнозин (в дальнейшем будем называть его просто “карнозин”), 5-амино-1,2,3,4-тетрагидро-1,4-талазиндион (люминол), гидропероксид трет-бутила (t-BOOH), арахидоновая кислота, HEPES, NaNO₂, FeSO₄, KH₂PO₄, K₂HPO₄ – все реактивы “Sigma-Aldrich” (США).

ДНКЖ с фосфатными лигандами (ДНКЖ-PO₄⁻) синтезировали, как описано в работе [25], пропуская в сосуде Тунберга газообразный NO^· через раствор FeSO₄ (5 мМ) в 100 мМ фосфатном буфере (рН 7.0). В результате возникали ДНКЖ, включавшие в себя все введенное железо, NO и анионы фосфата в качестве лигандов. ДНКЖ, связанные с карнозином, получали, добавляя ДНКЖ-PO₄⁻ к раствору карнозина в молярном соотношении 1 : 2. Образование этих комплексов контролировали с помощью спектроскопии электронного парамагнитного резонанса (ЭПР). На рис. 1 приведены характерные спектры ЭПР фосфатных и карнозиновых ДНКЖ.

 

Рис. 1. Превращение ДНКЖ с фосфатными лигандами в карнозиновые ДНКЖ: а – схема образования карнозиновых ДНКЖ при замещении фосфатных лигандов комплексов карнозином; б – спектры ЭПР фосфатных (1) и карнозиновых (2) ДНКЖ.

 

Спектроскопия электронного парамагнитного резонанса. Спектры ЭПР регистрировали при комнатной температуре (25°C) на спектрометре Е109Е фирмы “Varian” (США). Объем образца, который помещали в резонатор спектрометра – 80 мкл. Образцы перед измерением помещали в газопроницаемые тефлоновые капилляры PTFE 22 (“Zeus Industrial Products”, США). Условия регистрации: СВЧ мощность 10 мВт, СВ частота 9.15 ГГц, амплитуда высокочастотной модуляции 0.1 мТл. Спектры карнозиновых ДНКЖ записывали через 8 мин после смешивания фосфатных ДНКЖ и карнозина в конечной концентрации 4 и 8 мМ соответственно.

Измерение диеновых конъюгатов арахидоновой кислоты. Диеновые конъюгаты – первичные продукты окисления арахидоновой кислоты, индуцированного реакцией metMb с t-BOOH, измеряли по величине оптического поглощения при 234 нм. Реакционная смесь содержала 3.3 мМ арахидоновой кислоты, 0.02 мМ миоглобина, 0.06 мМ t-BOOH, L-карнозин или карнозиновые ДНКЖ в 60 мМ К-фосфатном буфере (рН 7.4). Конечная концентрация как свободного, так и связанного в комплексах карнозина была 0.1 или 1.0 мМ в разных вариантах опытов, ДНКЖ, соответственно, в два раза меньше – 0.05 и 0.5 мМ. FeSO₄ во всех экспериментах добавляли до концентрации, эквивалентной содержанию железа в ДНКЖ. Кинетику образования диеновых конъюгатов регистрировали в течение 80 мин при 37°С.

Люминол-зависимая хемилюминесценция. Образование прооксидантов в реакции metMb или гемина с t-BOOH оценивали методом хемилюминесценции, используя в качестве активатора люминол. Регистрацию хемилюминесценции осуществляли на хемилюминесцентном анализаторе Lum-5773 (“DISoft”, Россия). Время от смешения всех компонентов реакционной смеси до регистрации хемилюминесценции не превышало 3 с. Регистрацию кинетики продолжали при постоянном перемешивании и термостатировании при 37°С. Для количественной оценки хемилюминесценции использовали ее светосумму в течение 2500 с. Светосумму рассчитывали по площади под кинетической кривой. Состав реакционной среды был следующий: 0.02 мМ metMb в 60 мМ фосфатном буфере (pH 7.4), 2 мМ люминола, 0.06 мМ t-BOOH. Карнозин, в том числе в составе ДНКЖ, добавляли до конечных концентраций 0.1 или 1 мМ. Концентрация самих ДНКЖ и FeSO₄ составляла 0.05 и 0.5 мМ соответственно, поскольку в комплексе железо координировано с двумя карнозиновыми лигандами.

РЕЗУЛЬТАТЫ И ИХ ОБСУЖДЕНИЕ

Взаимодействие карнозина и карнозиновых ДНКЖ с прооксидантами, образующимися в реакциях между гемом и гидропероксидом трет-бутила. Известно, что взаимодействие гемовых групп с различными гидропероксидами играет важную роль в развитии окислительного стресса [26–28]. В мышечной ткани в таких реакциях может участвовать миоглобин, что может приводить к развитию рабдомиолиза. Антиоксидантное действие карнозина и карнозиновых ДНКЖ изучали в модельной системе, содержавшей метмиоглобин и гидропероксид трет-бутила (metMb―t-BOOH). Считается, что в этих условиях протекают следующие реакции [24, 26]:

порфирин-Fe(III) + t-BOOH → ^•+порфирин-Fe(IV)=O + t-BOH (1),

порфирин-Fe(III) + t-BOOH → порфирин-Fe(IV)=O + t-BO^• + H⁺ (2),

^•+порфирин-Fe(IV)=O + t-BOOH → порфирин-Fe(IV)=O + t-BOO^• + H⁺ (3),

порфирин-Fe(IV)=O + t-BOOH → порфирин-Fe(III) + t-BOO^• + OH^— (4).

В этих реакциях продуцируются такие прооксиданты, как свободные радикалы − производные t-BOOH (t-BO^•, t-BOO^•), а также перферрильная (^•+порфирин-Fe(IV)=O) и оксоферрильная (порфирин-Fe(IV)=O) формы гемовой группы.

В наших экспериментах продукцию свободных радикалов и других прооксидантов регистрировали методом люминол-зависимой хемилюминесценции. Конечная концентрация как свободного, так и связанного с ДНКЖ карнозина составляла 0.1 (рис. 2а, 2в) или 1 мМ (рис. 2б, 2г), концентрация самих ДНКЖ и FeSO₄ в образцах была 0.05 или 0.5 мМ соответственно. Представленные на рис. 2 данные показывают, что карнозин и карнозиновые ДНКЖ в значительной степени снижали уровень прооксидантов в исследуемой системе (рис. 2а и 2б, кривые 3 и 5), причем антиоксидантный эффект ДНКЖ превосходил таковой карнозина. Это видно как по снижению максимума выхода хемилюминесценции в присутствии комплексов, так и по смещению кривой вправо (рис. 2а и 2б, кривая 5), то есть появлению выраженной лаг-фазы на этой кривой. При концентрации 1 мМ карнозиновые ДНКЖ полностью подавляли хемилюминесценцию (рис. 2б, кривая 5).

 

Рис. 2. Влияние карнозина, карнозиновых ДНКЖ и Fe²⁺ на кинетику (а, б) и светосумму (в, г) люминол-зависимой хемилюминесценции (%). За 100% принята светосумма в контрольном образце. Контроль – реакционная смесь без добавок (1), с добавлением: FeSO₄ (2), карнозина (3), карнозина + FeSO₄ (4), карнозиновых ДНКЖ (5).

 

Полученные результаты также представлены в виде светосуммы хемилюминесценции (рис. 2в и 2г). Добавление 0.1 мМ карнозина совместно с ионами Fe²⁺ приводило к уменьшению светосуммы хемилюминесценции на 55% в отличие от 80%-ного снижения при добавлении карнозина и карнозиновых ДНКЖ (рис. 2в). Карнозиновые ДНКЖ в концентрации 0.5 мМ (1 мМ по карнозину) уменьшают светосумму на 96% (рис. 2г, столбец 5).

Ионы Fe²⁺ добавляли для индукции реакции Фентоновского типа, в которой также продуцируются алкоксильные радикалы:

t-BOOH + Fe²⁺ → t-BO^• + OH^– + Fe³⁺ (5).

Нужно отметить, что в реакционной смеси с ДНКЖ ионы железа могут высвобождаться в ходе распада этих комплексов. Однако в экспериментах ионы Fe²⁺ ингибировали люминол-зависимую хемилюминесценцию в реакционной системе metMb―t-BOOH (рис. 2). Действительно, имеются исследования, в которых показано, что Fe²⁺ может восстанавливать радикалы t-BO^• [29] и в определенных концентрациях действовать как антиоксидант [30].

Данные, представленные на рис. 3, показывают, что при замене metMb гемином карнозин и карнозиновые ДНКЖ также ингибируют хемилюминесценцию, что указывает на их способность перехватывать прооксиданты, образующиеся в реакциях 1–4 при участии свободного гема. Карнозиновые ДНКЖ, как и в системе metMb―t-BOOH, были эффективнее свободного карнозина (рис. 3а и 3б, кривые 3 и 5). Следует отметить, что в большинстве экспериментов интенсивность хемилюминесценции в системе metMb ― t-BOOH была заметно выше, чем в системе с гемином. Вместе с тем, в отличие от системы с metMb, добавление ионов Fe²⁺ к системе гемин ― t-BOOH приводило к росту интенсивности хемилюминесценции (рис. 3а и 3б, кривые 2). Как и в экспериментах с metMb, конечная концентрация как свободного, так и связанного с ДНКЖ карнозина составляла 0.1 (рис. 3а) или 1 мМ (рис. 3б); концентрация ДНКЖ и FeSO₄ в образцах была 0.05 или 0.5 мМ соответственно.

 

Рис. 3. Влияние карнозина, карнозиновых ДНКЖ и ионов Fe²⁺ на кинетику люминол-зависимой хемилюминесценции (отн. ед.) в системе гемин ― t-BOOH при различных концентрациях связанного в комплексах карнозина 0.1 (а) или 1 мМ (б). 1 – контроль, реакционная смесь без добавок; 2 – (1) + FeSO₄; 3 – (1) + карнозин; 4 – (1) + карнозин+ + FeSO₄; 5 – (1) + карнозиновые ДНКЖ.

 

Наряду с реакциями 1–4 в системе metMb― t-BOOH происходит одноэлектронное окисление аминокислотных остатков метмиоглобина перферрильной и оксоферильной формами гема [27, 28]. В этих условиях образуются ассоциированные с белковой цепью свободные радикалы, которые, по-видимому, вносят существенный вклад в люминол-зависимую хемилюминесценцию. Можно предположить, что Fe²⁺ восстанавливает такие свободные радикалы, с чем и связано его антиоксидантное действие в системе metMb―t-BOOH. С другой стороны, в системе с гемином свободные ионы Fe²⁺ проявляют прооксидантные свойства. С высказанным предположением согласуется тот факт, что карнозин как хелатор ионов железа, влияет на эти процессы. Так, введение в систему гемин―t-BOOH совместно с Fe²⁺ карнозина ингибировало хемилюминесценцию (рис. 3а и 3б, кривые 4), тогда как в аналогичном эксперименте в системе metMb ― t-BOOH, напротив, происходит ее усиление (рис. 2а, 2в). Существенно, что эти эффекты наблюдались при концентрациях карнозина и Fe²⁺ 0.1 и 0.05 мМ соответственно. В присутствии высоких концентраций карнозина и Fe²⁺ в обоих реакционных системах ингибирование хемилюминесценции было почти таким же, как и при действии одного карнозина.

Влияние карнозина и карнозиновых ДНКЖ на перекисное окисление арахидоновой кислоты. Способность карнозина ингибировать перекисное окисление липидов (ПОЛ) была показана в различных модельных системах [11, 31]. В предыдущих работах было показано, что глутатионовые ДНКЖ также ингибируют ПОЛ [32]. Основываясь на этих фактах, было проведено сравнительное изучение действия карнозина и карнозиновых ДНКЖ на окисление арахидоновой кислоты (омега-6-ненасыщенная жирная кислота), индуцированное прооксидантами, образующимися в реакции metMb с t-BOOH. В литературе описаны сходные модельные системы ПОЛ, содержавшие арахидоновую кислоту, metMb и пероксид водорода [28]. На рис. 4 представлена схема цепных реакций перекисного окисления арахидоновой кислоты.

 

Рис. 4. Схема реакций свободнорадикального перекисного окисления арахидоновой кислоты в системе metMb―t-BOOH.

 

Регистрировали первичные продукты ПОЛ ― диеновые конъюгаты, которые являются гидропероксидами липидов с сопряженными двойными связями. Как уже отмечалось, карнозиновые ДНКЖ могут быть источниками ионов Fe²⁺, которые участвуют в реакциях разветвления цепи ПОЛ (рис. 4). Эта реакция аналогична реакции 5 и приводит к образованию алкоксильного радикала жирной кислоты (LO^•). В связи с этим, были поставлены эксперименты с карнозином и ионами Fe²⁺, добавленными в концентрации, эквивалентной содержанию железа в ДНКЖ.

Вначале было исследовано действие различных концентраций карнозина и карнозиновых ДНКЖ. Комплексы, добавленные в концентрации 0.1 мМ, практически полностью (на 95%) подавляли образование первичных продуктов ПОЛ (рис. 5а). В то же время ингибирующий эффект карнозина составлял 65%, а в сочетании с ионами железа ― 55%. При концентрации карнозина и карнозиновых лигандов ДНКЖ, равной 1 мМ (концентрация ДНКЖ 0.5 мМ), образование диеновых коньюгатов снижалось примерно на 80 % (рис. 5а). На рис. 5б приведены кинетики накопления диеновых коньюгатов в реакционной смеси. Видно, что в присутствии исследуемых соединений уровень первичных продуктов окисления полиненасыщенных жирных кислот перестал расти через 15 мин, в контрольном образце их накопление продолжалось около 80 мин.

 

Рис. 5. Образование диеновых конъюгатов в ходе окисления арахидоновой кислоты (3.3 мМ) в системе metMb― t-BOOH: а – влияние различных концентраций карнозина (1), карнозина + Fe²⁺ (2) и карнозиновых ДНКЖ (3) на уровень диеновых конъюгатов, образовавшихся за 80 мин реакции (за 100 % принимали уровень в контроле); б – кинетики накопления диеновых конъюгатов в смеси с карнозином, карнозиновыми ДНКЖ и Fe²⁺; контроль, смесь без добавок (1), с добавлением: карнозина (2), FeSO₄ (3), карнозиновых ДНКЖ (4).

 

На рис. 6 представлены данные о начальной скорости образования диеновых конъюгатов. Наименьшая скорость была в образцах, содержащих карнозиновые ДНКЖ (примерно в 10 раз меньше, чем в контроле). Карнозин также достаточно эффективно снижал начальную скорость формирования первичных продуктов ПОЛ (рис. 6, 3), тогда как при сочетании карнозина с Fe²⁺ скорость была такая же, как и в контроле (рис. 6, 4). Эти данные коррелируют с уровнем диеновых конъюгатов, образованных к 80 мин реакции. Добавка Fe²⁺ к контрольному образцу увеличивала скорость реакции окисления арахидоновой кислоты на 30% (рис. 6, 2), что подтвердило участие ионов железа в качестве инициаторов ПОЛ в исследуемой системе (рис. 4). Как видно из представленных данных, прооксидантный эффект Fe²⁺ снижается как при сочетании его с карнозином, так и при включении в состав ДНКЖ.

 

Рис. 6. Начальная скорость образования диеновых конъюгатов (ед./мин) в ходе окисления арахидоновой кислоты в системе metMb ― t-BOOH. Контроль, реакционная смесь без добавок (1), с добавлением: FeSO₄ (2), карнозина (3), карнозина + FeSO₄ (4), карнозиновых ДНКЖ (5).

 

Исследование антиоксидантной функции гистидиновых дипептидов началось еще в 1980 гг. XX века. За время этих исследований было показано, что гистидиновые дипептиды перехватывают супероксидные анион-радикалы (O₂^•−) [10], гидроксильный радикал (HO^•) [33], пероксильные радикалы [11, 31], активные производные оксида азота [34], в том числе пероксинитрит (ONOO^–) [35] и хлорноватистую кислоту (HClO) [36]. Однако по антиоксидантной активности гистидиновые дипептиды уступают таким эндогенным водорастворимым антиоксидантам, как глутатион и аскорбат [8].

Интересные результаты были получены при изучении окисленного производного карнозина – 2-оксо-карнозина. По антиоксидантной активности 2-оксо-карнозин оказался значительно эффективнее глутатиона, аскорбата и самого карнозина [2, 37]. Аналогичная модификация других гистидиновых дипептидов (гомокарнозина и ансерина) также усиливала их антиоксидантные свойства.

Антиоксидантные свойства гистидиновых дипептидов, помимо улавливания свободных радикалов, также могут быть обусловлены способностью имидазольного кольца дипептида связывать ионы редокс-активных металлов [10, 11]. Однако механизмы антиоксидантного действия гистидиновых дипептидов до конца не выяснены. В связи с этим особый интерес представляют ДНКЖ, в лигандную сферу которых входит карнозин [23]. Проведенное ранее изучение антиоксидантной активности карнозиновых ДНКЖ выявило, что эти комплексы перехватывают свободные радикалы, возникающие при распаде t-BOOH, и супероксидный анион-радикал, образующийся в ферментативной системе ксантин-ксантиноксидаза [24]. Также показано, что они восстанавливают оксоферрильную форму гемовой группы миоглобина.

Одним из возможных объяснений антиоксидантных свойств ДНКЖ в реакционных системах, содержавших гидропероксид трет-бутила, metMb или гемин, может быть взаимодействие этих комплексов с оксоферрильной и перферрильной формами гема.

Для тестирования антиоксидантного действия карнозина и карнозиновых ДНКЖ мы использовали систему перекисного окисления арахидоновой кислоты, индуцируемую продуктами реакции миоглобина с органической гидроперекисью. Это было обусловлено как физиологической важностью, так и высоким содержанием арахидоновой кислоты (в скелетных мышцах она составляет 15–17% от всех жирных кислот). Кроме того, она входит в состав фосфолипидов плазматических мембран, а нитроарахидоновая кислота, образующаяся в реакции алкилперекисного радикала с оксидом азота (см. реакцию 9), обладает сигнальным действием. Карнозин и миоглобин также содержатся в мышцах в большом количестве.

Было показано антиоксидантное действие как карнозина, так и карнозиновых ДНКЖ в данной системе, причем карнозиновые ДНКЖ оказались более эффективными антиоксидантами, чем карнозин. Также была установлена зависимость антиоксидантного эффекта (подавление образования диеновых коньюгатов) от концентрации исследуемых соединений (рис. 5а). С увеличением концентрации, антиоксидантное действие карнозина возрастало, а у комплексов, наоборот, снижалось. Это может быть связано c высвобождением при распаде ДНКЖ ионов Fe²⁺, участвующих в генерации свободных радикалов (реакция 5 и реакция разветвления цепи ПОЛ на рис. 4). Хорошо известно, что в системах, моделирующих ПОЛ, ионы Fe²⁺ в низких концентрациях (менее 50 мкМ) проявляют прооксидантные свойства, а при более высоких концентрациях – ингибируют процессы свободнорадикального окисления [30], что согласовывалось с полученными нами данными.

Обнаруженное в присутствии Fe²⁺ в реакционной смеси подавление люминол-зависимой хемилюминесценции карнозином (рис. 3а, 3б) согласовывалось с результатами работы [38], в которой было показано, что карнозин обладал значительной антиоксидантной активностью, особенно в присутствии ионов переходных металлов.

Антиоксидантные свойства карнозиновых ДНКЖ могут быть обусловлены комплексным действием трех составляющих: 1) карнозиновыми лигандами, 2) оксидом азота, 3) ионами Fe²⁺. Антиоксидантное действие карнозина было неоднократно показано [9–11, 15, 31, 36]. Есть данные, что активным элементом дипептида является имидазольное кольцо гистидина [39]. Также существенный вклад вносит способность карнозина хелатировать Fe²⁺ и Cu²⁺ [10, 11]. Антиоксидантное действие NO^• в реакциях ПОЛ показано в различных системах in vitro и in vivo [29, 40, 41]. Ранее также неоднократно были описаны возможные механизмы антиоксидантного и антирадикального действия ДНКЖ с различными природными лигандами [25, 32, 42]. Так, свободный NO^• и NO-лиганды ДНКЖ могут обрывать цепные реакции ПОЛ. Нельзя исключить, что карнозиновые ДНКЖ являются донорами нитроксила (HNO), который также является эффективным антиоксидантом [43, 44]. Известно, что ДНКЖ с азотсодержащим гетероциклическим лигандом 3-метилпиразолом спонтанно высвобождают HNO [45]. Способность NO^• и HNO ингибировать ПОЛ можно описать следующими реакциями:

L^• + HNO → LH + NO^• (7),

LOO^• + HNO → LOOH + NO^• (8),

LOO^• + NO^• → LOONO →

→ [LO^• + NO₂^•] → LONO₂ (9),

LO^• + NO^• → LONO (10),

где LO^• – алкоксильный радикал липида, LOO^• – пероксильный радикал липида, LONO и LONO₂ – нитролипиды, LOONO – органический пероксинитрит.

Наконец, в случае карнозиновых ДНКЖ можно предположить еще один дополнительный механизм, связанный с окислением гистидина реакционно-активными интермедиатами, возникающими внутри комплексов при взаимодействии NO-лигандов с кислородом и некоторыми свободными радикалами [32, 46]. Как уже отмечалось выше, в ходе окисления имидазольного кольца карнозина образуется 2-оксогистидин, обладающий высокой антиоксидантной активностью [47].

Высокая концентрация карнозина в тканях c активным окислительным метаболизмом (мышцы и мозг) позволяет предположить, что одна из функций этого дипептида связана с ингибированием свободнорадикальных реакций [10, 12]. Так, показано, что карнозин, гомокарнозин и анзерин замедляют дегенеративные процессы, запускаемые свободными радикалами.

В заключение следует отметить, что наличие антиоксидантной функции у гистидиновых дипептидов послужило предпосылкой для их использования в лечении и профилактики различных заболеваний, связанных с окислительным и карбонильным стрессом (нейродегенеративные и онкологические заболевания, диабет, катаракта) [1, 3, 6, 8, 12]. Полученные в данной работе результаты могут быть полезны для понимания биохимической роли гистидиновых дипептидов. Так, обнаруженное антиоксидантное действие карнозиновых ДНКЖ предполагает существование новых механизмов, посредством которых этот дипептид влияет на окислительную модификацию и свободно-радикальное окисление биомолекул в живых системах. В данном случае можно говорить о том, что имидазол карнозина и NO-лиганд ДНКЖ взаимно усиливают антиоксидантное действие комплекса.

ФИНАНСИРОВАНИЕ. Исследование выполнено за счет гранта Российского научного фонда (Russian Science Foundation) № 24-24-00210.

СОБЛЮДЕНИЕ ЭТИЧЕСКИХ СТАНДАРТОВ. Настоящая работа выполнена без привлечения людей или животных в качестве объектов исследований.

КОНФЛИКТ ИНТЕРЕСОВ. Авторы заявляют об отсутствии конфликта интересов.

About the authors

E. I. Nasybullina

Research Center of Biotechnology of Russian Academy of Sciences

Email: aftopunov@yandex.ru

Bach Institute of Biochemistry

Russian Federation, Moscow, 119071

O. V. Kosmachevskaya

Research Center of Biotechnology of Russian Academy of Sciences

Email: aftopunov@yandex.ru

Bach Institute of Biochemistry

Russian Federation, Moscow, 119071

K. B. Shumaev

Research Center of Biotechnology of Russian Academy of Sciences

Email: aftopunov@yandex.ru

Bach Institute of Biochemistry

Russian Federation, Moscow, 119071

A. F. Topunov

Research Center of Biotechnology of Russian Academy of Sciences

Author for correspondence.
Email: aftopunov@yandex.ru

Bach Institute of Biochemistry

Russian Federation, Moscow, 119071

References

Supplementary files