Влияние ингибитора фермента синтеза серотонина парахлорфенилаланина на дофаминовую систему мозга мышей каталептической линии

Полный текст

Принятые сокращения: 5-НТ – серотонин, ДA – дофамин, 5-ГИУК – 5-гидроксииндолуксусная кислота, ГВК – гомованилиновая кислота, ТПГ – триптофангидроксилаза, КОМТ – катехол-О-метилтрансфераза.

Введение

Серотонин (5-HT) играет роль ключевого нейромедиатора в ЦНС и функционирует как гормон на периферии. 5-НТ система мозга представляет собой важный фактор нейропластичности в силу своей экспансивности и вовлечения в регуляцию самых разнообразных форм поведения и нейроэндокринных процессов [1, 2]. Развитие таких психопатологий, как шизофрения, депрессия и тревожность, нередко ассоциировано с дефицитом серотонинергической нейротрансмиссии [3]. 5-HT синтезируется из незаменимой аминокислоты – L-триптофана; ключевым ферментом синтеза 5-HT в мозге является триптофангидроксилаза 2 (ТПГ2), которая гидроксилирует L-триптофан до 5-гидрокситриптофана (5-HTP) [4].

Другой важной моноаминергической нейромедиаторной системой является дофаминовая (ДА) система мозга, которая также участвует в регуляции различных физиологических процессов и разнообразных типов поведения [5, 6]. Дофамин играет важную роль в патогенезе нейродегенеративных и психических расстройств, таких как депрессия, болезни Паркинсона и Альцгеймера [5, 7]. Дофаминовые рецепторы (D1-D5) являются трансмембранными G-белок-связанными клеточными рецепторами. Наибольшее внимание исследователей привлекают рецепторы D1 и D2, которые вовлечены в регуляцию широкого спектра поведенческих реакций [6]. Следует отметить, что 5-НТ и ДА нейромедиаторные системы находятся в тесном взаимодействии, которое, в свою очередь, влияет на регуляцию поведения в норме и патологии [8, 9].

Каталепсия или реакция замирания — это состояние выраженной неподвижности, в чрезмерной форме у пациентов она является синдромом, например, шизофрении, болезни Паркинсона [10, 11]. Каталепсию можно вызвать у мышей, ущипнув животное за загривок. Однако такая индуцированная щипком каталепсия — очень редкое явление, которое не встречается у мышей наиболее распространенных инбредных линий, таких как BALB/c, C57BL/6J или DBA/2. Ранее нами было обнаружено, что мыши линии CBA/Lac предрасположены к щипковой реакции замирания [12]. Было показано участие 5-HT системы мозга в регуляции наследственной каталепсии у мышей. Так, мыши линии СВА/Lac отличались повышенной активностью ТПГ-2 и сниженной плотностью 5-НТ2А серотониновых рецепторов в стриатуме по сравнению с мышами некаталептических линий [13]. Примечательно, что не было показано существенного вклада ДА системы мозга в регуляцию наследственной каталепсии [14], хотя в литературе хорошо описан феномен галоперидоловой каталепсии, вызываемой фармакологической блокадой дофаминовых рецепторов D2 [15]. Остается неясным, как дефицит 5-НТ в мозге может повлиять на выраженность щипковой каталепсии и состояние ДА нейромедиаторной системы.

Целью работы было исследование эффектов ингибирования синтеза 5-НТ на длительность каталептического замирания и дофаминовую систему мозга у мышей линии СВА/Lac с генетической предрасположенностью к каталепсии. Для этого было изучено влияние введения ингибитора фермента синтеза серотонина парахлорфенилаланина на а) поведение в тесте щипоковой каталепсии; б) содержание ДА и его метаболитов ДОФУК (3,4-диоксифенилуксусная кислота) и ГВК (гомованилиновая кислота) в структурах мозга; в) уровни мРНК генов, кодирующих ключевые элементы ДА системы, в структурах мозга мышей линии СВА/Lac.

Материалы и методы

Животные. Опыты проводили на взрослых (10–12 недель) самцах мышей линий CBA/Lac (СВА (n=20). Вес животных составлял 24±0.8 г, мыши содержались в пластиковых клетках размером 40 × 30 × 15 см в стандартных условиях (температура 20–22°С, относительная влажность 50–60%, с регулируемым световым режимом (14 ч света и 10 ч темноты), со свободным доступом к стандартной пище и воде). Исследование было выполнено на базе Центра генетических ресурсов лабораторных животных ФИЦ Институт Цитологии и Генетики СО РАН (RFMEFI62119X0023). Все процедуры выполняли в соответствии с международными правилами обращения с животными (National Institute of Health Guide for the Care and Use of Laboratory Animals, NIH Publications No. 80023, 1996) и приказом Министерства здравоохранения РФ от 01.04.2016 № 119н “Об утверждении правил надлежащей лабораторной практики” (зарегистрирован 15.08.2016 № 43232).

Дизайн эксперимента. Животные были разделены на две группы по 10 особей. Мышам первой группы вводили парахлорфенилаланин (ПХФА, (R)-2-amino-3-phenylpropionic acid) (Merck, Darmstadt, Germany) в дозе 300 мг/кг в течение трех дней. Выбор дозы препарата и времени его действия основывался на наших ранних исследованиях [16] и литературных данных, согласно которым снижение уровня серотонина, вызванное ПХФА, достигает максимума через 3 дня и сохраняется в течение недели [17]. Мышам второй (контрольной) группы вводили физиологический раствор. На третий день (за сутки до тестирования поведения) мышей рассаживали в индивидуальные клетки, чтобы исключить проявление групповых эффектов [18]. На четвертый день эксперимента у мышей оценивали продолжительность каталептического замирания. На пятый день эксперимента животных декапитировали, выделяли на льду гипоталамус, черную субстанцию, средний мозг, область прилежащих ядер и стриатум. Выбор структур был обусловлен тем, что основные пути дофаминовой системы мозга включают вышеназванные отделы [5]. Образцы ткани замораживали в жидком азоте и хранили при –80°C до дальнейших процедур.

Тест щипковой каталепсии. Длительность замирания оценивали по методике, описанной ранее [19]. Каталепсию вызывали щипком загривка в течение 5 с, после чего мышь помещали на две перекладины, расположенные параллельно под углом 45° на расстоянии 5 см одна от другой и на высоте 25 см от поверхности стола. Регистрировали продолжительность замирания – время, в течение которого мышь сохраняла неподвижность. Время теста ограничивали 120 с, после чего животное возвращали в клетку и через 1–2 мин повторяли тестирование. Для каждой мыши проводили 10 тестов. Выраженность каталепсии оценивали по средней длительности замирания (с) трех тестов с наибольшими значениями времени замирания [19].

Высокоэффективная жидкостная хроматография (ВЭЖХ). Для выделения общей РНК и ВЭЖХ использовали метод множественного выделения. Для этого структуры гомогенизировали в объеме (гипоталамус, черную субстанцию, область прилежащих ядер ‒ в 150 мкл, стриатум и средний мозг ‒ в 250 мкл) холодного 50 мМ Tris HCl буфера (pH 7.6) на льду, затем аликвоты гомогената использовали для выделения общей РНК (по 100 мкл для гипоталамуса, черной субстанции, области прилежащих ядер и по 200 мкл для стриатума и среднего мозга) и ВЭЖХ (50 мкл). Аликвоту для ВЭЖХ (50 мкл) быстро переносили в эппендорф с 150 мкл 0.6 М хлорной кислоты (HClO₄). В оставшуюся аликвоту (100 мкл или 200 мкл) быстро добавляли TRIzolReagent (“Lifetechnologies”, USA), вся процедура занимала меньше минуты.

Методом ВЭЖХ определяли содержание дофамина, ДОФУК (3,4-диоксифенилуксусная кислота) и ГВК (гомованилиновая кислота) в структурах мозга по протоколу, описанному ранее [20]. После добавления аликвоты гомогената ткани мозга (50 мкл) в эппендорф с 150 мкл 0.6 М хлорной кислоты (HClO₄), пипетировали и центрифугировали 15 минут при 4°С и 14000 об/мин для осаждения белка. Отбирали супернатант и разбавляли miliQ водой в 2 раза. Оставшийся осадок хранили при ‒20°С для последующего определения белка методом Бредфорда. Для этого осадок растворяли в 1 мл 0.1M гидроксида натрия (NaOH), концентрацию белка в полученном растворе определяли с помощью реактива Брэдфорда в двух повторах для каждого образца. Измерение концентрации белка проводили с помощью спектрофотометра MultiScan GO и программного обеспечения Thermo Scientific SkanIt (Thermo Fisher Inc., США). Двадцать мкл супернатанта вводили в петлю системы ВЭЖХ, которая состояла из следующих компонентов: электрохимический детектор (750 мВ, DECADE IITM; Antec, Нидерланды), проточный элемент из стеклоуглерода (ячейка VT-03, 3 мм GC sb; Antec, Нидерланды), системный контроллер CBM-20A, блок подачи растворителя LC-20AD, автоматический пробоотборник SIL-20A и дегазатор DGU-20A5R (Shimadzu Corporation, США). Хроматографическое разделение веществ осуществляли в изократическом режиме элюирования при скорости потока 0.6 мл/мин на колонке C18 (размер частиц 5 мкм, L × ID 75 × 4.6 мм, Luna, Penomenex, США), защищенной предколонкой C8 (Penomenex, США). Подвижная фаза состояла из 87% буфера, содержащего 50 мМ дигидроортофосфата калия (Sigma Aldrich, США), 1.4 мМ натриевой соли октансульфоновой кислоты (Chimmed, Россия) и 0.05 мМ этилендиаминтетрауксусной кислоты (Sigma Aldrich, США) рН 3.9, и 13% метанола (Chimmed, Россия). Для построения калибровочной кривой внешних стандартов использовали серию растворов, содержащих по 0.5 или 1 или 2 нг дофамина, ДОФУК и ГВК (Sigma Aldrich, США). Площадь пиков была оценена при помощи программы LabSolution LG/GC (Shimadzu, США) и калибрована на соответствующий внешний стандарт. Концентрации биогенных аминов выражали в нг/мг белка, как было описано ранее [20].

Выделение общей РНК. Общая РНК была выделена с помощью TRIzolReagent (“Lifetechnologies”, USA), затем обработана ДНКазой без РНКазной активности (RNase free DNase, Promega, США, 1000 о.е./мл) в соответствии с инструкциями производителей. Оптическая плотность РНК была измерена на спектрофотометре (Nanodrop, США). РНК была разведена водой до концентрации 0.125 мкг/мкл и хранилась при ‒70°С. Присутствие примесей геномной ДНК в препаратах РНК определяли в соответствии с протоколом, описанным ранее [21, 22].

Реакция обратной транскрипции. Реакцию проводили по протоколу, описанному ранее [21, 22]. Общая РНК (8 мкл, или 1 мкг) была смешана с 8 мкл смеси, содержащей 180 нг статистического праймера длиной 6 нуклеотидов (конечная концентрация праймера составила 5 мкМ), 5.65 мкл воды, обработанной диэтилпирокарбонатом и 2.25 мкл стерильного 1М KCl, денатурирована при 94°C в течение 5 мин на амплификаторе БИС М-120 (БИС-Н, Россия), затем добавляли 15 мкл смеси, содержащей обратную транскриптазу MuMLV (Биосан, Россия) (2000 ед.), 0.5 М Tris-HCl (pH 8.3, 0.63 мкл), смесь трифосфатов 4 мM (3.63 мкл), дитиотреитол 0.1 М (2.25 мкл), 0.1 М MnCl₂ (0.3 мкл) и 8 мкл воды, обработанной диэтилпирокарбонатом. Полученная смесь (конечным объемом 31 мкл) была инкубирована при 41°C в течение 60 мин. Синтезированная кДНК хранилась при температуре –20°C.

ОТ-ПЦР в реальном времени. Экспрессию генов определяли с помощью количественного метода обратной транскрипции с последующей полимеразной цепной реакцией (ОТ-ПЦР), разработанного в нашей лаборатории [21, 22]. Праймеры, используемые для амплификации кДНК исследуемых генов (табл. 1), разрабатывали на основе последовательностей, опубликованных в базе данных EMBL Nucleotide database, при помощи инструментов Oligoanalizer (https://eu.idtdna.com/ calc/analyzer) и Ensemble (https://www.ensembl.org/ index.html) и синтезировали в компании “Биосан” (Новосибирск, Россия). Для проведения ПЦР в реальном времени 1 мкл кДНК смешивали c универсальным набором реагентов для проведения ПЦР-РВ в присутствии красителя SYBR Green I (R-402, Синтол, Москва, Россия) в соответствии с инструкцией производителя. ПЦР проводили на амплификаторе LightCycler 480 (Roche Applied Science, Швейцария) в соответствии со следующим протоколом: 3 мин 95°C, 1 цикл; 10 с при 95°C, 30 с при соответствующей температуре отжига (табл. 1), 30 с при 72°C, 40 циклов. Серию разведений геномной ДНК с концентрацией 0.125, 0.25, 0.5, 1, 2, 4, 8, 16, 32, 64 и 128 нг/мкл амплифицировали в отдельных пробирках (одновременно с образцами кДНК) и использовали как внешний экзогенный стандарт для построения калибровочной кривой. Калибровочная кривая в координатах Ct (значение порогового цикла) – lgP (десятичный логарифм количества стандарта ДНК) была построена автоматически программным обеспечением LightCycler 480. Для контроля специфичности амплификации использовали анализ кривой плавления ПЦР-продукта для каждого прогона каждой пары праймеров. Экспрессия каждого исследуемого гена была представлена как отношение количества кДНК исследуемого гена к 100 копиям гена ДНК-зависимой РНК-полимеразы 2 (Polr2а), выполняющей функцию внутреннего стандарта [21, 22].

Таблица 1. Нуклеотидные последовательности праймеров и их характеристики

Статистика. Результаты представляли как m ± SEM и сравнивали в программе STATISTICA 8.0 с использованием t-критерия Стьюдента для независимых выборок. Нормальность выборок определяли по критерию Колмогорова-Смирнова с поправкой Лиллиефорса и критерию Шапиро-Уилка. Достоверными считались различия с p < 0.05.

Результаты исследования

Поведение. Однофакторный дисперсионный анализ не выявил эффекта ПХФА на продолжительность каталептического замирания (t₁₈=1.39, p > 0.05). Среднее время неподвижности составило 28.1 ± 6.0 с для контрольной группы и 37.6 ± 3.2 с для группы ПХФА.

Содержание серотонина в структурах мозга. Для подтверждения эффективности ингибирования синтеза 5-НТ путем введения ПФХА были изучены уровни этого нейромедиатора в мозге. Результаты однофакторного дисперсионного анализа представлены в таблице 2. ПХФА привел к значительному падению содержания 5-НТ во всех исследуемых структурах мозга.

Таблица 2. Влияние введения парахлорфенилаланина (ПХФА) на содержание серотонина в структурах мозга мышей линии СВА

Концентрация серотонина (нг/мг белка) представлена как среднее значение ± стандартная ошибка среднего, N = 10 мышей в группе

Метаболизм дофамина в структурах мозга. Уровень ДА снизился в гипоталамусе (t₁₈=3.36, p < 0.01) и среднем мозге (t₁₈ = 3.66, p < 0.01) и повысился в стриатуме (t₁₈ = 3.33, p < 0.01) и прилежащих ядрах (t₁₈ = 2.83, p < 0.05) после трехдневного введения ПХФА. В то же время препарат не повлиял на содержание ДА в черной субстанции (t₁₈ = 0.18, p > 0.05) (рис. 1а). Введение ПХФА не оказало эффекта на уровни метаболита ДОФУК в гипоталамусе (t₁₈ = 1.31, p > 0.05), черной субстанции (t₁₈ = 1.14, p > 0.05), среднем мозге (t₁₈ = 0.84, p > 0.05), прилежащих ядрах (t₁₈ = 0.70, p > 0.05) и стриатуме (t₁₈ = 1.52, p > 0.05) (рис. 1б). Также препарат не оказал влияния на уровни метаболита ГВК в гипоталамусе (t₁₈ = 0.48, p > 0.05), черной субстанции (t₁₈ = 0.32, p > 0.05), среднем мозге (t₁₈ = 1.09, p > 0.05), прилежащих ядрах (t₁₈ = 0.79, p > 0.05) и стриатуме (t₁₈ = 1.55, p > 0.05) (рис. 1в). Индекс метаболизма дофамина, определяемый как отношение ДОФУК+ГВК/дофамин, был выше для гипоталамуса (t₁₈ = 2.29, p < 0.05), среднего мозга (t₁₈ = 2.19, p < 0.05) и ниже для области прилежащих ядер (t₁₈ = 2.80, p < 0.05) у мышей, получавших ПХФА по сравнению с контролем. В то же время этот показатель статистически не различался у обеих групп для черной субстанции (t₁₈ = 1.07, p > 0.05) и стриатума (t₁₈ = 0.69, p > 0.05) (рис. 1г).

Рис. 1. Влияние введения парахлорфенилаланина (300 мг/кг, 3 дня) на уровни дофамина (a), его метаболитов ДОФУК (б), HVA (в) и индекс метаболизма дофамина (ДОФУК+ГВК/дофамин) (г) в структурах мозга мышей линии CBA. *p < 0.05, **p < 0.01. N = 10 животных в группе.

Экспрессия генов в структурах мозга. Введение ПХФА не оказало действия на уровни мРНК гена Drd1, кодирующего дофаминовый рецептор D1, в гипоталамусе (t₁₈ = 0.08, p > 0.05), черной субстанции (t₁₈ = 0.67, p > 0.05), среднем мозге (t₁₈ = 0.61, p > 0.05), прилежащих ядрах (t₁₈ = 0.48, p > 0.05) и стриатуме (t₁₈ = 0.65, p > 0.05) (рис. 2а). Также препарат не повлиял на уровни мРНК гена Drd2, кодирующего дофаминовый рецептор D2, в гипоталамусе (t₁₈ = 0.33, p > 0.05), черной субстанции (t₁₈ = 0.77, p > 0.05), прилежащих ядрах (t₁₈ = 0.18, p > 0.05) и стриатуме (t₁₈ = 0.45, p > 0.05) (рис. 2а). Однако введение ПХФА привело к повышению экспрессии гена Drd2 в среднем мозге (t₁₈ = 2.22, p < 0.05) (рис. 2б). Уровни мРНК гена Comt, кодирующего фермент деградации дофамина КОМТ, увеличились в гипоталамусе (t₁₈ = 2.27, p < 0.05) и среднем мозге (t₁₈ = 2.93, p < 0.01) под действием ПХФА. В то же время препарат не оказал эффекта на экспрессию этого гена в черной субстанции (t₁₈ = 0.97, p > 0.05), прилежащих ядрах (t₁₈ = 1.33, p > 0.05) и стриатуме (t₁₈ = 0.04, p > 0.05) (рис. 2в). Кроме этого, уровни мРНК гена Th, кодирующего фермент синтеза дофамина тирозингидроксилазу, в черной субстанции не различались между группами мышей (t₁₈ = 0.31, p > 0.05) (рис. 2г).

Рис. 2. Влияние введения парахлорфенилаланина (300 мг/кг, 3 дня) на экспрессию генов дофаминовых рецепторов Drd1 (а), Drd2 (б), гена катехол-О-метилтрансферазы Comt (фермента метаболизма дофамина) (в) и гена тирозингидроксилазы Th (фермента синтеза дофамина) (г) в структурах мозга мышей линии CBA. Экспрессия генов представлена как отношение количества кДНК исследуемых генов к 100 копиям кДНК Polr2a.

*p < 0.05, **p < 0.01. N = 10 животных в группе.

Обсуждение результатов

В данной работе впервые было проведено комплексное исследование эффектов ингибирования синтеза серотонина на время каталептического замирания и дофаминовую систему мозга у мышей линии СВА. Что касается подавления синтеза 5-НТ в ЦНС, то согласно одним данным, оно приводит к усилению ДА нейротрансмиссии в мозге крыс [23], но другие авторы сообщают об отсутствии влияния ингибирования центрального 5-НТ на метаболизм ДА в структурах мозга мышей линий BALB/c и C57BL/6J [24]. В нашей работе содержание ДА снизилось в гипоталамусе, среднем мозге и повысилось в стриатуме и прилежащих ядрах у мышей СВА после введения ПХФА, при этом препарат не повлиял на уровни метаболитов дофамина ДОФУК и ГВК ни в одной из исследованных структурах мозга. Эти результаты в совокупности с данными литературы могут свидетельствовать о значительном влиянии генотипа на 5-НТ/ДА взаимодействие в ЦНС.

ДА нейроны вентральной области покрышки (ventral tegmental area, VTA) среднего мозга посылают проекции к области прилежащих ядер по мезолимбическому пути [25]. Серотониновые рецепторы 5-HT2A и 5-HT2C вентральной области покрышки представляют особый интерес, поскольку их фармакологическая активация, соответственно, стимулирует и подавляет активность DA нейронов в этом отделе и высвобождение ДА в прилежащем ядре [26, 27]. Таким образом, изменения ДА системы в мозге мышей СВА после введения ПХФА могут быть связаны с активацией 5-НТ2А-рецепторов (по компенсаторному механизму в ответ на подавление центрального 5-НТ), а также стимулирующим действием 5-НТ2А-рецепторов на ДА нейроны в VTA, что приводит к снижению содержания ДА в среднем мозге и его высвобождению в области прилежащих ядер. Однако эта гипотеза требует дополнительного экспериментального подтверждения. В то же время, это предположение согласуется с данными о том, что СИОЗС (ингибиторы обратного захвата 5-НТ), которые повышают внеклеточные уровни 5-HT в VTA, могут вызвать небольшое снижение возбудимости ДА нейронов в этом отделе мозга [28]. Известно, что ауторецепторы D2 в VTA тонически ингибируют высвобождение дофамина в этой структуре [29], что согласуется с результатами настоящей работы, демонстрирующими повышение экспрессии рецепторов D2 и снижение ДА в среднем мозге мышей СВА, получавших ПХФА.

Известно, что ДА нейроны чёрной субстанции посылают аксоны в стриатум, образуя нигростриарный дофаминергический путь [25]. В нашей работе введение ПХФА привело к росту уровня ДА в стриатуме, не оказав при этом влияния на содержание этого нейромедиатора и его метаболитов в черной субстанции. Есть данные, демонстрирующие возможность синтеза ДА недофаминергическими нейронами в стриатуме у мышей, как в норме, так и при нарушениях иннервации этой структуры. Считается, что такой синтез ДА недофаминергическими нейронами является важным механизмом нейропластичности, способствующим компенсации дефицита ДА при дегенерации нигростриатных ДА нейронов [30]. Можно предположить, что в нашей работе значительное увеличение ДА в стриатуме, индуцированное ингибированием центрального 5-НТ и наблюдаемое при отсутствии изменений ДА иннервации в черной субстрации, обусловлено синтезом ДА недофаминергическими нейронами. Однако для подтверждения этой гипотезы требуется дополнительное исследование.

Гипоталамус является частью ДА тубероинфундибулярного пути, отвечающего за регуляцию гормональной секреции [5], причем синтез ДА происходит в нейронах аркуатного ядра гипоталамуса [31]. В нашей работе введение ПХФА привело к падению содержания дофамина и повышению экспрессии гена Comt (фермента деградации ДА) в гипоталамусе. Этот результат согласуется с данными литературы о том, что введение ПХФА приводит к дисфункции гипоталамо-гипофизарно-надпочечниковой системы [32, 33].

Ранее было показано участие 5-HT системы мозга в регуляции наследственной каталепсии. С одной стороны, мыши линии СВА демонстрировали повышенную активность ключевого фермента синтеза 5-НТ ТПГ-2 в стриатуме, по сравнению с мышами других некаталептических инбредных линий [13], поэтому введение ТПГ2 могло бы привести к снижению времени замирания. С другой стороны, острое введение агонистов 5-HT1A- и 5-HT2A-рецепторов подавляло выраженность каталепсии у мышей линий СВА [34, 35], а длительное введение ингибиторов обратного захвата 5-НТ приводило к снижению длительности замирания у мышей каталептической линии ASC, родственной линии СВА [36]. Эти факты позволяют предполагать скорее прокаталептический эффект ПХФА. Однако в нашей работе трехдневное введение ПХФА, обусловившее значительное снижение уровня 5-НТ во всех исследованных структурах мозга, не оказало действия на длительность каталептического замирания.

Известно, что каталепсия, вызванная введением галоперидола, развивается вследствие дефицита дофаминергической иннервации, обусловленной блокадой D2-рецепторов нигростриарного пути [37]. В нашей работе мы обнаружили, что введение ПХФА приводит к повышению уровня ДА в стриатуме. Вероятно, индуцированный ПХФА рост уровня ДА в стриатуме может “компенсировать” возможное прокаталептическое влияние ингибирования ТПГ-2. Это предположение, конечно же, требует дополнительного экспериментального подтверждения.

Также следует отметить, что в развитие каталептического замирания могут быть вовлечены другие медиаторные системы. Так, у лабораторных грызунов каталепсию можно вызвать введением, например, морфина или его производных [38], 9-тетрагидроканнабинола [39], холиномиметиков или агонистов ГАМК-А и ГАМК-Б рецепторов [40]. В литературе есть данные, демонстрирующие влияние введения ПХФА на эндоканнабиноидную систему и ГАМК в ЦНС [41, 42]. Следовательно, эти системы могут также участвовать в регуляции каталептического замирания у мышей, получавших ПХФА.

Заключение

Таким образом, ингибирование ключевого фермента синтеза 5-НТ оказало значительное влияние на ДА систему мозга мышей линии СВА/Lac, как на уровне метаболизма нейромедиатора, так и экспрессии ключевых генов ДА системы мозга. При этом наибольшие изменения были обнаружены в среднем мозге, структуре, где происходит основной синтез 5-НТ, и гипоталамусе, структуре, вовлеченной в регуляцию гормональной секреции. Результаты демонстрируют, что линия СВА/Lac является перспективной моделью для изучения взаимодействия 5-НТ и ДА нейромедиаторных систем.

Источник финансирования

Работа выполнена при поддержке Российского научного фонда (грант № 24-15-00078). Разведение инбредной линии мышей СВА/Lac было выполнено за счет средств бюджетного проекта FWNR-2022-0023.

Соблюдение этических норм

Конфликт интересов. Авторы заявляют об отсутствии конфликта интересов.

Этическое одобрение. Все процедуры выполняли в соответствии с международными правилами обращения с животными (National Institute of Health Guide for the Care and Use of Laboratory Animals, NIH Publications No. 80023, 1996) и приказом Министерства здравоохранения РФ от 01.04.2016 № 119н “Об утверждении правил надлежащей лабораторной практики” (зарегистрирован 15.08.2016 № 43232). Условия содержания животных и проведенные экспериментальные процедуры были одобрены Комиссией по биоэтике ИЦиГ СО РАН.

Вклад авторов. Д.В. Базовкина, А.В. Куликов – концепция и руководство работой; Д.В. Базовкина, Е.Ю. Баженова – проведение экспериментов; Д.В. Базовкина, А.В. Куликов – обсуждение результатов исследования; Д.В. Базовкина – написание текста статьи.

Об авторах

Д. В. Базовкина

Автор, ответственный за переписку.
Email: daryabazovkina@gmail.com
Россия, Новосибирск

Е. Ю. Баженова

Email: daryabazovkina@gmail.com
Россия, Новосибирск

А. В. Куликов

Email: daryabazovkina@gmail.com
Россия, Новосибирск

Список литературы

Дополнительные файлы

Доп. файлы

Действие

1. JATS XML

Скачать

2. Рис. 1. Влияние введения парахлорфенилаланина (300 мг/кг, 3 дня) на уровни дофамина (a), его метаболитов ДОФУК (б), HVA (в) и индекс метаболизма дофамина (ДОФУК+ГВК/дофамин) (г) в структурах мозга мышей линии CBA. *p < 0.05, **p < 0.01. N = 10 животных в группе.

Скачать (357KB)

Метаданные

3. Рис. 2. Влияние введения парахлорфенилаланина (300 мг/кг, 3 дня) на экспрессию генов дофаминовых рецепторов Drd1 (а), Drd2 (б), гена катехол-О-метилтрансферазы Comt (фермента метаболизма дофамина) (в) и гена тирозингидроксилазы Th (фермента синтеза дофамина) (г) в структурах мозга мышей линии CBA. Экспрессия генов представлена как отношение количества кДНК исследуемых генов к 100 копиям кДНК Polr2a. *p < 0.05, **p < 0.01. N = 10 животных в группе.

Скачать (303KB)

Метаданные