Comparative analysis of low-frequency vibrational spectra of native and denatured proteins

Cover Page

Cite item

Full Text

Abstract

Background and Objectives: Changes in the secondary and tertiary structures of protein molecules during thermal denaturation lead to changes in their vibrational spectra. Vibrations corresponding to elements of the primary and secondary structure of the protein are manifested in the fingerprint range, while vibrational modes of large fragments corresponding to higher levels of the protein structural hierarchy can be observed in the low-frequency (40–500 cm−1) spectral range. The purpose of this work is to reveal changes in the vibrational spectra of proteins resulting from denaturation that can be used to characterize changes in the protein structure. Materials and Methods: Two proteins (collagen and chymotrypsin) having different secondary and tertiary structures are studied using Raman spectroscopy. The experimental data are analyzed using bandpass filtering of the Fourier transforms of the spectral curves. Results: Vibrational spectra of two proteins (collagen and chymotrypsin) having different secondary and tertiary structures, as well as the spectra of thermally denatured samples of these proteins have been measured in the fingerprint and low-frequency ranges. Several low-frequency spectral features that can be used to characterize structural changes of protein molecules have been considered. A few bands may correspond to vibrations of tertiary structure elements (both in the low-frequency range and in the “fingerprint” range). Conclusion: A comparison of the vibrational spectra of native and denatured (superhelical) collagen, as well as native and denatured (globular) chymotrypsin shows that changes in the amide I and amide III bands sensitive to the secondary structure are supplemented with spectral changes in bands that are not assigned to elements of the secondary structure and can be related to changes at higher levels of structural hierarchy. Comparison of the low-frequency vibrational spectra indicates a lower sensitivity of presumably tertiary structure of the globular protein to denaturation.

About the authors

Anna A. Mankova

Lomonosov Moscow State University

ORCID iD: 0000-0003-0583-2458
SPIN-code: 2349-8658
Scopus Author ID: 37081398700
ResearcherId: K-3853-2012
119991, Russian Federation, Moscow, Leninskie gory, 1

Nikolay Nikolaevich Brandt

Lomonosov Moscow State University

ORCID iD: 0000-0003-1100-9652
SPIN-code: 6342-7029
ResearcherId: J-9616-2012
119991, Russian Federation, Moscow, Leninskie gory, 1

Andrey Yu. Chikishev

Lomonosov Moscow State University

ORCID iD: 0000-0001-7002-3775
Scopus Author ID: 55936209600
119991, Russian Federation, Moscow, Leninskie gory, 1

References

  1. Bandekar J. Amide modes and protein conformation. Biochim. Biophys. Acta, 1992, vol. 1120, no. 2, pp. 123–143.
  2. Wen Z.-Q. Raman Spectroscopy of Protein Pharmaceuticals. Journal of Pharmaceutical Sciences, 2007, vol. 96, no. 11, pp. 2861–2878.
  3. Susi H., Byler D. M. Fourier Deconvolution of the Amide I Raman Band of Proteins as Related to Conformation. Applied Spectroscopy, 1988, vol. 42, pp. 819–826.
  4. Maiti N. C., Aperti M. M., Zagorski M. G., Carey P. R., Anderson V. E. Raman Spectroscopic Characterization of Secondary Structure in Natively Unfolded Proteins: r-Synuclein. J. Am. Chem. Soc., 2004, vol. 126, pp. 2399–2408.
  5. Brandt N. N., Chikishev A. Y., Sotnikov A. I., Savochkiba Yu. A., Agapov I. I., Tonevitsky A. G. Ricin, ricin agglutinin, and the ricin binding subunit structural comparison by Raman spectroscopy. J. Mol. Str., 2005, vol. 735, pp. 293–298.
  6. Brandt N. N., Sakodynskaya I. K., Chikishev A. Y. A study of interaction between alpha-chymotrypsin and 18-crown-6 in organic solvents by raman spectroscopy. Russian Journal of Physical Chemistry A, 2001, vol. 75, no. 6, pp. 928–932.
  7. Brandt N. N., Chikishev A.Yu., Greve J., Koroteev N. I., Otto C., Sakodynskaya I. K. Cars and raman spectroscopy of function related conformational changes of chymotrypsin. J. Raman Spec., 2000, vol. 31, pp. 731–737.
  8. Stovbun S. V., Skoblin A. A., Tverdislov V. A. Experimental observation of synergetic regularity of chirality sign change in hierarchies of biomimetic structures. Biophizika [Biophysics], 2014, vol. 59, iss. 6, pp. 1079–1084. (in Russian).
  9. Senior A. W., Evans R., Jumper J., Kirkpatrick J., Sifre L., Green T., Qin C., Ћнdek A., Nelson A. W. R., Bridgland A., Penedones H., Petersen S., Simonyan K., Crossan S., Kohli P., Jones D. T., Silver D., Kavukcuoglu K., Hassabis D. Improved protein structure prediction using potentials from deep learning. Nature, 2020, vol. 577, pp. 706–710. https://doi.org/10.1038/s41586-019-1923-7
  10. Balakhnina I. A., Brandt N. N., Chikishev A. Yu., Mankova A. A., Shpachenko I. G. Low-frequency vibrational spectroscopy of proteins with different secondary structures. J. Biomed. Opt., 2017, vol. 22, no. 9, pp. 091509.
  11. Mankova A. A., Brandt N. N., Chikishev A.Yu. Raman and FTIR spectroscopy in the THz frequency range in the study of protein structure. Zurnal prikladnoj spectroscopii, 2016, vol. 83, no. 6–16, pp. 714. EDN: ZBSQCR
  12. Heilweil E. J., Plusquellic D. F. Terahertz Spectroscopy of Biomolecules. In: Susan L. Dexheimer, ed. Terahertz Spectroscopy: Principles and Applications. CRC Press, 2007, pp. 269–297.
  13. Zakaria H. A. A review: Terahertz spectroscopy as a viable dynamic tool for protein and organic molecules characterization. Malaysian Journal of Science, 2015, vol. 34, no. 1, pp. 93–102.
  14. Genzel L., Keilmann F., Martin T. P., Wintreling G., Yacoby Y., Frцhlich H., Makinen M. W. Low-frequency Raman spectra of lysozyme. Biopolymers, 1976, vol. 15, no. 1, pp. 219–225. https://doi.org/10.1002/bip.1976.360150115
  15. Tipping M., Viras K., King T. A. Low-frequency dynamics of solid poly(L-alanine) from Raman spectroscopy. Biopolymers, 1984, vol. 23, no. 12, pp. 2891–2899. https://doi.org/10.1002/bip.360231213
  16. Ronen M., Kalanoor B. S., Oren Z., Ron I., Tischler Y. R., Gerber D. Characterization of peptides self-assembly by low frequency Raman spectroscopy. RSC Advances, 2018, vol. 8, no. 29, pp. 16161–16170. https://doi.org/10.1039/c8ra01232f
  17. Fontaine-Vive F., Merzel F., Johnson M. R., Kearley G. J. Collagen and component polypeptides: Low frequency and amide vibrations. Chemical Physics, 2009, vol. 355, no. 2–3, pp. 141–148. https://doi.org/10.1016/j.chemphys.2008.12.005
  18. Lee S. H., Krimm S. Ab initio-based vibrational analysis of α-poly(L-alanine). Biopolymers, 1998, vol. 46, no. 5, pp. 283–317. https://doi.org/10.1002/(sici)1097-0282(19981015)46:53.0.co;2-l
  19. Krimm S., Bandekar J. Vibrational Spectroscopy and Conformation of Peptides, Polypeptides, and Proteins. Advances in Protein Chemistry, 1986, vol. 38, pp. 181–364. https://doi.org/10.1016/s0065-3233(08)60528-8
  20. Nielsen O. F., Bigio I. J., Olsen I., Berquier J. M. Low-frequency (20–400 cm−1 ) vibrational spectra of N-methylacetamide in the liquid state. Chemical Physics Letters, 1986, vol. 132, no. 6, pp. 502–506. https://doi.org/10.1016/0009-2614(86)87112-3
  21. Brandt N. N., Chikishev A. Y., Mankova A. A., Sakodynskaya I. K. Effect of thermal denaturation, inhibition, and cleavage of disulfide bonds on the low-frequency Raman and FTIR spectra of chymotrypsin and albumin. Journal of Biomedical Optics, 2014, vol. 20, no. 5, pp. 051015 (1–6). https://doi.org/10.1117/1.jbo.20.5.051015
  22. Shigeto S., Chang C. F., Hiramatsu H. Directly Probing Intermolecular Structural Change of a Core Fragment of β2-Microglobulin Amyloid Fibrils with Low-Frequency Raman Spectroscopy. The Journal of Physical Chemistry B, 2017, vol. 121, no. 3, pp. 490–496. https://doi.org/10.1021/acs.jpcb.6b10779
  23. Kalanoor B. S., Ronen M., Oren Z., Gerber D., Tischler Y. R. New Method to Study the Vibrational Modes of Biomolecules in the Terahertz Range Based on a Single-Stage Raman Spectrometer. ACS Omega, 2017, vol. 2, no. 3, pp. 1232–1240. https://doi.org/10.1021/acsomega.6b00547
  24. Kuhar N., Sil S., Umapathy S. Potential of Raman spectroscopic techniques to study proteins. Spectrochimica Acta Part A: Molecular and Biomolecular Spectroscopy, 2021, vol. 258, pp. 119712. https://doi.org/10.1016/j.saa.2021.119712
  25. Eaves J. D., Fecko C. J., Stevens A. L., Peng P., Tokmakoff A. Polarization-selective femtosecond Raman spectroscopy of low-frequency motions in hydrated protein films. Chemical Physics Letters, 2003, vol. 376, no. 1–2, pp. 20–25. https://doi.org/10.1016/s0009-2614(03)00890-x
  26. Itoh K., Shimanouchi T. Breathing vibration of poly-L-alanine α-helix. Biopolymers, 1971, vol. 10, no. 8, pp. 1419–1420. https://doi.org/10.1002/bip.360100812
  27. Bozec L., Odlyha M. Thermal Denaturation Studies of Collagen by Microthermal Analysis and Atomic Force Microscopy. Biophys. J., 2011, vol. 101, no. 1, pp. 228–236.
  28. Lund P. A., Nielsen O. F., Praestgaard E. Comparison of the depolarized rayleigh-wing scattering and far-infrared absorption in molecular liquids. Chemical Physic., 1978, vol. 28, no. 1–2, pp. 167–173.
  29. Djabourov M., Leblond J., Papon P. Gelation of aqueous gelatin solutions. I. Structural investigation. J. Phys. France, 1988, vol. 49, pp. 319–332.
  30. Shoulders M. D., Raines R. T. Collagen structure and stability. Annual Review of Biochemistry, 2009, vol. 78, pp. 929–958.
  31. Fidler A. L., Boudko S. P., Rokas A., Hudson B. G. The triple helix of collagens – an ancient protein structure that enabled animal multicellularity and tissue evolution. Journal of Cell Science, 2018, vol. 131, iss. 7, article no. 203950. https://doi.org/10.1242/jcs.203950
  32. Rygula A., Majzner K., Marzec K. M., Kaczor A., Pilarczyk M., Baranska M. Raman spectroscopy of proteins: A review. Journal of Raman Spectroscopy, 2013, vol. 44, no. 8, pp. 1061–1076.
  33. Lуpez-Peсa I., Leigh B. S., Schlamadinger D. E., Kim J. E. Insights into Protein Structure and Dynamics by Ultraviolet and Visible Resonance Raman Spectroscopy. Biochemistry, 2015, vol. 54, no. 31, pp. 4770–4783.
  34. Colaianni S. E. M., Nielsen O. F. Low-frequency Raman spectroscopy. Journal of Molecular Structure, 1995, vol. 347, pp. 267–283. https://doi.org/10.1016/0022-2860(95)08550-f
  35. Fanconi B. Low-frequency vibrational spectra of some homopolypeptides in the solid state. Biopolymers, 1973, vol. 12, no. 12, pp. 2759–2776. https://doi.org/10.1002/bip.1973.360121210
  36. Moore W. H., Krimm S. Vibrational analysis of peptides, polypeptides, and proteins. II. β-Poly(L-alanine) and β-poly(L-alanylglycine). Biopolymers, 1976, vol. 15, no. 12, pp. 2465–2483. https://doi.org/10.1002/bip.1976.360151211

Supplementary files

Supplementary Files
Action
1. JATS XML
Download

Согласие на обработку персональных данных с помощью сервиса «Яндекс.Метрика»

1. Я (далее – «Пользователь» или «Субъект персональных данных»), осуществляя использование сайта https://journals.rcsi.science/ (далее – «Сайт»), подтверждая свою полную дееспособность даю согласие на обработку персональных данных с использованием средств автоматизации Оператору - федеральному государственному бюджетному учреждению «Российский центр научной информации» (РЦНИ), далее – «Оператор», расположенному по адресу: 119991, г. Москва, Ленинский просп., д.32А, со следующими условиями.

2. Категории обрабатываемых данных: файлы «cookies» (куки-файлы). Файлы «cookie» – это небольшой текстовый файл, который веб-сервер может хранить в браузере Пользователя. Данные файлы веб-сервер загружает на устройство Пользователя при посещении им Сайта. При каждом следующем посещении Пользователем Сайта «cookie» файлы отправляются на Сайт Оператора. Данные файлы позволяют Сайту распознавать устройство Пользователя. Содержимое такого файла может как относиться, так и не относиться к персональным данным, в зависимости от того, содержит ли такой файл персональные данные или содержит обезличенные технические данные.

3. Цель обработки персональных данных: анализ пользовательской активности с помощью сервиса «Яндекс.Метрика».

4. Категории субъектов персональных данных: все Пользователи Сайта, которые дали согласие на обработку файлов «cookie».

5. Способы обработки: сбор, запись, систематизация, накопление, хранение, уточнение (обновление, изменение), извлечение, использование, передача (доступ, предоставление), блокирование, удаление, уничтожение персональных данных.

6. Срок обработки и хранения: до получения от Субъекта персональных данных требования о прекращении обработки/отзыва согласия.

7. Способ отзыва: заявление об отзыве в письменном виде путём его направления на адрес электронной почты Оператора: info@rcsi.science или путем письменного обращения по юридическому адресу: 119991, г. Москва, Ленинский просп., д.32А

8. Субъект персональных данных вправе запретить своему оборудованию прием этих данных или ограничить прием этих данных. При отказе от получения таких данных или при ограничении приема данных некоторые функции Сайта могут работать некорректно. Субъект персональных данных обязуется сам настроить свое оборудование таким способом, чтобы оно обеспечивало адекватный его желаниям режим работы и уровень защиты данных файлов «cookie», Оператор не предоставляет технологических и правовых консультаций на темы подобного характера.

9. Порядок уничтожения персональных данных при достижении цели их обработки или при наступлении иных законных оснований определяется Оператором в соответствии с законодательством Российской Федерации.

10. Я согласен/согласна квалифицировать в качестве своей простой электронной подписи под настоящим Согласием и под Политикой обработки персональных данных выполнение мною следующего действия на сайте: https://journals.rcsi.science/ нажатие мною на интерфейсе с текстом: «Сайт использует сервис «Яндекс.Метрика» (который использует файлы «cookie») на элемент с текстом «Принять и продолжить».