Экзосомы способствуют доставке мРНК и миРНК с помощью катионных липосом 2X3-DOPE в мезенхимные клетки сердца крыс in vitro
- Авторы: Довбыш О.В.1,2,3, Высочинская В.В.1,2,3, Гаврилова Н.В.2,3, Докшин П.М.1,4, Никитина Е.Г.1, Клочев А.С.5, Елпаева Е.А.1,3, Добровольская О.А.3, Шмендель Е.В.6, Маслов М.А.6, Забродская Я.А.1,2,3
-
Учреждения:
- Национальный медицинский исследовательский центр им. В.А. Алмазова
- Санкт-Петербургский политехнический университет Петра Великого
- Научно-исследовательский институт гриппа им. А.А. Смородинцева
- Институт цитологии Российской академии наук
- Санкт-Петербургский государственный университет
- МИРЭА — Российский технологический университет
- Выпуск: Том 25, № 2 (2025)
- Страницы: 55-67
- Раздел: Оригинальные исследования
- URL: https://journal-vniispk.ru/MAJ/article/view/319495
- DOI: https://doi.org/10.17816/MAJ641910
- EDN: https://elibrary.ru/HYPFPI
- ID: 319495
Цитировать
Аннотация
Обоснование. Доставка нуклеиновых кислот в мезенхимные стволовые клетки, используемые в качестве модельных объектов в экспериментах in vitro или терапевтических средств в регенеративной медицине и онкологии, — активно разрабатываемая задача. Существующие невирусные системы доставки либо недостаточно высокоэффективны, либо высокотоксичны для клеток, что требует разработки новых носителей для трансфекции мезенхимных стволовых клеток.
Цель — показать возможность доставки модельных матричных РНК и малых интерферирующих РНК в мезенхимные стволовые клетки сердца крысы in vitro при помощи оригинальных катионных липосом 2X3-DOPE (1:3 мольн.), а также оценить влияние экзосом в составе гибридных наночастиц с 2X3-DOPE на эффективность доставки РНК.
Методы. Для выделения экзосом использовали стандартную методику ультрацентрифугирования с последующей характеристикой полученных везикул методами вестерн-блоттинга, просвечивающей электронной и атомно-силовой микроскопии, измерение гидродинамического диаметра методом динамического рассеяния света. Малые интерферирующие РНК были получены в ходе химического синтеза, для получения матричных РНК использовали метод in vitro транскрипции. Комплексы липосом или гибридных наночастиц с РНК формировали путем смешивания компонентов, параметры полученных частиц оценивали методами динамического рассеяния света и атомно-силовой микроскопии. Для оценки эффективности доставки РНК в мезенхимные стволовые клетки сердца крысы из здорового и ишемизированного миокарда использовали флуоресцентную микроскопию, лазерную сканирующую конфокальную микроскопию, а также проточную цитофлуориметрию.
Результаты. Были получены и охарактеризованы комплексы катионных липосом 2X3-DOPE (1:3 мольн.) с матричной РНК и 2X3-DOPE, содержащими DSPE-PEG2000 (0,62 моль%), с малыми интерферирующими РНК, а также комплексы соответствующих гибридных наночастиц с матричной РНК или малыми интерферирующими РНК. Было показано, что катионные липосомы 2X3-DOPE малоэффективны для доставки матричной РНК в мезенхимные стволовые клетки сердца крысы, в то время как гибридные наночастицы с экзосомами на их основе демонстрируют до 40% трансфицированных клеток. Катионные липосомы 2X3-DOPE, содержащие DSPE-PEG2000, эффективны для доставки малых интерферирующих РНК в мезенхимные стволовые клетки сердца крысы (до 90% трансфицированных клеток), в то время как использование гибридных наночастиц позволяет достичь 100% трансфицированных клеток, а также более чем в два раза увеличивает содержание малых интерферирующих РНК в клетках при оценке средней интенсивности флуоресценции.
Заключение. Катионные липосомы 2X3-DOPE (1:3 мольн.), модифицированные DSPE-PEG2000 (0,62 моль%), можно рассматривать как перспективное средство доставки малых интерферирующих РНК в мезенхимные стволовые клетки как сами по себе, так и в комплексе с экзосомами. Присутствие экзосом в составе гибридных наночастиц увеличивает эффективность трансфекции мезенхимных стволовых клеток сердца крысы матричными РНК и малыми интерферирующими РНК in vitro.
Полный текст
Открыть статью на сайте журналаОб авторах
Олеся Вячеславовна Довбыш
Национальный медицинский исследовательский центр им. В.А. Алмазова; Санкт-Петербургский политехнический университет Петра Великого; Научно-исследовательский институт гриппа им. А.А. Смородинцева
Email: lesya.dovbysh@mail.ru
ORCID iD: 0009-0005-0924-3118
SPIN-код: 7885-7580
Россия, Санкт-Петербург; Санкт-Петербург; Санкт-Петербург
Вера Валерьевна Высочинская
Национальный медицинский исследовательский центр им. В.А. Алмазова; Санкт-Петербургский политехнический университет Петра Великого; Научно-исследовательский институт гриппа им. А.А. Смородинцева
Email: veravv2509@gmail.com
ORCID iD: 0000-0003-3533-2606
SPIN-код: 2662-5700
канд. биол. наук
Россия, Санкт-Петербург; Санкт-Петербург; Санкт-ПетербургНина Владимировна Гаврилова
Санкт-Петербургский политехнический университет Петра Великого; Научно-исследовательский институт гриппа им. А.А. Смородинцева
Email: daughtervgater@gmail.com
ORCID iD: 0000-0002-7825-9130
SPIN-код: 1238-1989
Россия, Санкт-Петербург; Санкт-Петербург
Павел Михайлович Докшин
Национальный медицинский исследовательский центр им. В.А. Алмазова; Институт цитологии Российской академии наук
Email: dokshin_pm@almazovcentre.ru
ORCID iD: 0000-0002-0182-009X
SPIN-код: 9896-3742
канд. биол. наук
Россия, Санкт-Петербург; Санкт-ПетербургЕкатерина Геннадьевна Никитина
Национальный медицинский исследовательский центр им. В.А. Алмазова
Email: purrpurr@list.ru
ORCID iD: 0009-0009-0407-3307
SPIN-код: 5903-8336
Россия, Санкт-Петербург
Александр Сергеевич Клочев
Санкт-Петербургский государственный университет
Email: klochev03@bk.ru
ORCID iD: 0009-0009-9031-6925
Россия, Санкт-Петербург
Екатерина Александровна Елпаева
Национальный медицинский исследовательский центр им. В.А. Алмазова; Научно-исследовательский институт гриппа им. А.А. Смородинцева
Email: elpaevak@yandex.ru
ORCID iD: 0000-0001-8271-0003
SPIN-код: 8201-1590
канд. биол. наук
Россия, Санкт-Петербург; Санкт-ПетербургОльга Андреевна Добровольская
Научно-исследовательский институт гриппа им. А.А. Смородинцева
Email: dobrovolskaya.od@gmail.com
ORCID iD: 0000-0001-6654-1107
SPIN-код: 2915-5173
Россия, Санкт-Петербург
Елена Васильевна Шмендель
МИРЭА — Российский технологический университет
Email: elena_shmendel@mail.ru
ORCID iD: 0000-0003-3727-4905
SPIN-код: 7961-5774
канд. хим. наук
Россия, МоскваМихаил Александрович Маслов
МИРЭА — Российский технологический университет
Email: mamaslov@mail.ru
ORCID iD: 0000-0002-5372-1325
SPIN-код: 6451-6580
д-р хим. наук
Россия, МоскваЯна Александровна Забродская
Национальный медицинский исследовательский центр им. В.А. Алмазова; Санкт-Петербургский политехнический университет Петра Великого; Научно-исследовательский институт гриппа им. А.А. Смородинцева
Автор, ответственный за переписку.
Email: yana@zabrodskaya.net
ORCID iD: 0000-0003-2012-9461
SPIN-код: 3907-8702
канд. физ.-мат. наук
Россия, Санкт-Петербург; Санкт-Петербург; Санкт-ПетербургСписок литературы
- Lai JJ, Chau ZL, Chen S, et al. Exosome processing and characterization approaches for research and technology development. Adv Sci (Weinh). 2022;9(15):2103222. doi: 10.1002/advs.202103222
- Gupta AK, Wang T, Rapaport JA. Systematic review of exosome treatment in hair restoration: Preliminary evidence, safety, and future directions. J Cosmet Dermatol. 2023;22(9):2424–2433. doi: 10.1111/jocd.15869
- Familtseva A, Jeremic N, Tyagi SC. Exosomes: cell-created drug delivery systems. Mol Cell Biochem. 2019;459(1–2):1–6. doi: 10.1007/s11010-019-03545-4
- Cheng HL, Fu CY, Kuo WC, et al. Detecting miRNA biomarkers from extracellular vesicles for cardiovascular disease with a microfluidic system. Lab Chip. 2018;18(19):2917–2925. doi: 10.1039/c8lc00386f
- Kura B, Kalocayova B, Devaux Y, Bartekova M. Potential clinical implications of miR-1 and miR-21 in heart disease and cardioprotection. Int J Mol Sci. 2020;21(3):700. doi: 10.3390/ijms21030700
- Bellin G, Gardin C, Ferroni L, et al. Exosome in cardiovascular diseases: a complex world full of hope. Cells. 2019;8(2):166. doi: 10.3390/cells8020166
- Rastogi S, Sharma V, Bharti PS, et al. The evolving landscape of exosomes in neurodegenerative diseases: exosomes characteristics and a promising role in early diagnosis. Int J Mol Sci. 2021;22(1):440. doi: 10.3390/ijms22010440
- Welch JL, Stapleton JT, Okeoma CM. Vehicles of intercellular communication: exosomes and HIV-1. J Gen Virol. 2019;100(3):350–366. doi: 10.1099/jgv.0.001193
- Sims B, Farrow AL, Williams SD, et al. Tetraspanin blockage reduces exosome-mediated HIV-1 entry. Arch Virol. 2018;163(6):1683–1689. doi: 10.1007/s00705-018-3737-6
- Ouattara LA, Anderson SM, Doncel GF. Seminal exosomes and HIV-1 transmission. Andrologia. 2018;50(11):e13220. doi: 10.1111/and.13220
- Zabrodskaya Y, Plotnikova M, Gavrilova N, et al. Exosomes released by influenza-virus-infected cells carry factors capable of suppressing immune defense genes in naïve cells. Viruses. 2022;14(12):2690. doi: 10.3390/V14122690
- Chen CC, Liu L, Ma F, et al. Elucidation of exosome migration across the blood–brain barrier model in vitro. Cell Mol Bioeng. 2016;9(4):509–529. doi: 10.1007/s12195-016-0458-3
- Salarpour S, Forootanfar H, Pournamdari M, et al. Paclitaxel incorporated exosomes derived from glioblastoma cells: comparative study of two loading techniques. Daru. 2019;27(2):533–539. doi: 10.1007/s40199-019-00280-5
- Kim MS, Haney MJ, Zhao Y, et al. Development of exosome-encapsulated paclitaxel to overcome MDR in cancer cells. Nanomedicine. 2016;12(3):655–664. doi: 10.1016/j.nano.2015.10.012
- Sun D, Zhuang X, Xiang X, et al. A novel nanoparticle drug delivery system: the anti-inflammatory activity of curcumin is enhanced when encapsulated in exosomes. Mol Ther. 2010;18(9):1606–1614. doi: 10.1038/mt.2010.105
- Bryniarski K, Ptak W, Jayakumar A, et al. Antigen-specific, antibody-coated, exosome-like nanovesicles deliver suppressor T-cell microRNA-150 to effector T cells to inhibit contact sensitivity. J Allergy Clin Immunol. 2013;132(1):170–181. doi: 10.1016/j.jaci.2013.04.048
- Gong C, Tian J, Wang Z, et al. Functional exosome-mediated co-delivery of doxorubicin and hydrophobically modified microRNA 159 for triple-negative breast cancer therapy. J Nanobiotechnology. 2019;17(1):93. doi: 10.1186/s12951-019-0526-7
- O’Loughlin AJ, Mäger I, de Jong OG, et al. Functional delivery of lipid-conjugated siRNA by extracellular vesicles. Mol Ther. 2017;25(7):1580–1587. doi: 10.1016/j.ymthe.2017.03.021
- Kanada M, Bachmann MH, Hardy JW, et al. Differential fates of biomolecules delivered to target cells via extracellular vesicles. Proc Natl Acad Sci USA. 2015;112(12):E1433–E1442. doi: 10.1073/PNAS.1418401112
- Barrios MH, Garnham AL, Foers AD, et al. Small extracellular vesicle enrichment of a retrotransposon-derived double-stranded RNA: a means to avoid autoinflammation? Biomedicines. 2021;9(9):1136. doi: 10.3390/biomedicines9091136
- Wang JH, Forterre AV, Zhao J, et al. Anti-HER2 scFv-directed extracellular vesicle-mediated mRNA-based gene delivery inhibits growth of HER2-positive human breast tumor xenografts by prodrug activation. Mol Cancer Ther. 2018;17(5):1133–1142. doi: 10.1158/1535-7163.MCT-17-0827
- Bellavia D, Raimondo S, Calabrese G, et al. Interleukin 3- receptor targeted exosomes inhibit in vitro and in vivo chronic myelogenous leukemia cell growth. Theranostics. 2017;7(5):1333–1345. doi: 10.7150/thno.17092
- Lou G, Song X, Yang F, et al. Exosomes derived from miR-122-modified adipose tissue-derived MSCs increase chemosensitivity of hepatocellular carcinoma. J Hematol Oncol. 2015;8(1):122. doi: 10.1186/s13045-015-0220-7
- Izco M, Blesa J, Schleef M, et al. Systemic exosomal delivery of shRNA minicircles prevents parkinsonian pathology. Mol Ther. 2019;27(12):2111–2122. doi: 10.1016/j.ymthe.2019.08.010
- Alvarez-Erviti L, Seow Y, Yin H, et al. Delivery of siRNA to the mouse brain by systemic injection of targeted exosomes. Nat Biotechnol. 2011;29(4):341–345. doi: 10.1038/nbt.1807
- Lamichhane TN, Jeyaram A, Patel DB, et al. Oncogene knockdown via active loading of small RNAs into extracellular vesicles by sonication. Cell Mol Bioeng. 2016;9(3):315–324. doi: 10.1007/s12195-016-0457-4
- Jeyaram A, Lamichhane TN, Wang S, et al. Enhanced loading of functional miRNA cargo via pH gradient modification of extracellular vesicles. Mol Ther. 2020;28(3):975–985. doi: 10.1016/j.ymthe.2019.12.007
- Mondal J, Pillarisetti S, Junnuthula V, et al. Hybrid exosomes, exosome-like nanovesicles and engineered exosomes for therapeutic applications. J Control Release. 2023;353:1127–1149. doi: 10.1016/j.jconrel.2022.12.027
- Wu S, Yun J, Tang W, et al. Therapeutic m6 A eraser ALKBH5 mRNA-loaded exosome-liposome hybrid nanoparticles inhibit progression of colorectal cancer in preclinical tumor models. ACS Nano. 2023;17(12):11838–11854. doi: 10.1021/acsnano.3c03050
- Shtam TA, Kovalev RA, Varfolomeeva EY, et al. Exosomes are natural carriers of exogenous siRNA to human cells in vitro. Cell Commun Signal. 2013;11(1):88. doi: 10.1186/1478-811X-11-88
- Li LM, Ruan GX, HuangFu MY, et al. ScreenFect A: an efficient and low toxic liposome for gene delivery to mesenchymal stem cells. Int J Pharm. 2015;488(1–2):1–11. doi: 10.1016/j.ijpharm.2015.04.050
- Ito K, Suda T. Metabolic requirements for the maintenance of self-renewing stem cells. Nat Rev Mol Cell Biol. 2014;15(4):243–256. doi: 10.1038/nrm3772
- Clackson T. Regulated gene expression systems. Gene Ther. 2000;7(2):120–125. doi: 10.1038/sj.gt.3301120
- Lin Y, Wu J, Gu W, et al. Exosome–liposome hybrid nanoparticles deliver CRISPR/Cas9 system in MSCs. Adv Sci (Weinh). 2018;5(4):1700611. doi: 10.1002/advs.201700611
- Vysochinskaya V, Shishlyannikov S, Zabrodskaya Y, et al. Influence of lipid composition of cationic liposomes 2X3-DOPE on mRNA delivery into eukaryotic cells. Pharmaceutics. 2022;15(1):8. doi: 10.3390/pharmaceutics15010008
- Zabrodskaya YA, Gavrilova NV, Elpaeva EA, et al. mRNA encoding antibodies against hemagglutinin and nucleoprotein prevents influenza virus infection in vitro. Biochem Biophys Res Commun. 2024;738:150945. doi: 10.1016/j.bbrc.2024.150945
- Vysochinskaya V, Zabrodskaya Y, Dovbysh O, et al. Cell-penetrating peptide and cationic liposomes mediated siRNA delivery to arrest growth of chronic myeloid leukemia cells in vitro. Biochimie. 2024;221:1–12. doi: 10.1016/J.BIOCHI.2024.01.006
- Théry C, Amigorena S, Raposo G, Clayton A. Isolation and characterization of exosomes from cell culture supernatants and biological fluids. Curr Protoc Cell Biol. 2006;Chapter 3:Unit 3.22. doi: 10.1002/0471143030.cb0322s30
- Laemmli UK. Cleavage of structural proteins during the assembly of the head of bacteriophage T4. Nature. 1970;227(5259):680–685. doi: 10.1038/227680a0
- Petukhov IA, Maslov MA, Morozova NG, Serebrennikova GA. Synthesis of polycationic lipids based on cholesterol and spermine. Russian Chemical Bulletin. 2010;59(1):260–268. EDN: OBUHZH doi: 10.1007/s11172-010-0071-x
- Nečas D, Klapetek P. Gwyddion: an open-source software for SPM data analysis. Cent Eur J Phys. 2012;10(1):181–188. doi: 10.2478/s11534-011-0096-2
- Docshin PM, Karpov AA, Mametov MV, et al. Mechanisms of regenerative potential activation in cardiac mesenchymal cells. Biomedicines. 2022;10(6):1283. doi: 10.3390/biomedicines10061283
- Docshin PM, Karpov AA, Eyvazova ShD, et al. Activation of cardiac stem cells in myocardial infarction. Cell and Tissue Biology. 2018;12(3):175–182. EDN: YBUTMT doi: 10.1134/S1990519X18030045
- Sturm L, Schwemberger B, Menzel U, et al. In vitro evaluation of a nanoparticle-based mRNA delivery system for cells in the joint. Biomedicines. 2021;9(7):794. doi: 10.3390/biomedicines9070794
- Levy O, Zhao W, Mortensen LJ, et al. mRNA-engineered mesenchymal stem cells for targeted delivery of interleukin-10 to sites of inflammation. Blood. 2013;122(14):e23–e32. doi: 10.1182/blood-2013-04-495119
- Drzeniek NM, Kahwaji N, Schlickeiser S, et al. Immuno-engineered mRNA combined with cell adhesive niche for synergistic modulation of the MSC secretome. Biomaterials. 2023;294:121971. doi: 10.1016/j.biomaterials.2022.121971
- Nowakowski A, Andrzejewska A, Boltze J, et al. Translation, but not transfection limits clinically relevant, exogenous mRNA based induction of alpha-4 integrin expression on human mesenchymal stem cells. Sci Rep. 2017;7(1):1103. doi: 10.1038/s41598-017-01304-3
- Fedorovskiy AG, Antropov DN, Dome AS, et al. Novel efficient lipid-based delivery systems enable a delayed uptake and sustained expression of mRNA in human cells and mouse tissues. Pharmaceutics. 2024;16(5):684. doi: 10.3390/pharmaceutics16050684
- Zhang L, Qiang W, Li MQ, et al. A drug delivery system of HIF-1α siRNA nanoparticles loaded by mesenchymal stem cells on choroidal neovascularization. Nanomedicine. 2024;19(26):2171–2185. doi: 10.1080/17435889.2024.2393075
- Andersen MØ, Nygaard JV, Burns JS, et al. siRNA nanoparticle functionalization of nanostructured scaffolds enables controlled multilineage differentiation of stem cells. Mol Ther. 2010;18(11):2018–2027. doi: 10.1038/mt.2010.166
- Benoit DSW, Boutin ME. Controlling mesenchymal stem cell gene expression using polymer-mediated delivery of siRNA. Biomacromolecules. 2012;13(11):3841–3849. doi: 10.1021/bm301294n
Дополнительные файлы
