Метаболомика старения гетеротрофных суспензионных культур Nicotiana tabacum L. VBI-0

Обложка

Цитировать

Полный текст

Открытый доступ Открытый доступ
Доступ закрыт Доступ предоставлен
Доступ закрыт Только для подписчиков

Аннотация

Гетеротрофные клеточные культуры широко используют в качестве модельных объектов в биологии растений. В процессе развития культуры меняется состав среды: истощается субстрат, накапливаются продукты метаболизма, растет плотность клеток. В финальной фазе рост останавливается и через непродолжительное время культура погибает. Эти процессы сопровождаются физиологическими изменениями клеток, которые можно назвать старением культуры. Методом газовой хроматографии, сопряженной с масс-спектрометрией, было проведено профилирование метаболитов гетеротрофных клеток Nicotiana tabacum VBI-0, поддерживаемых в суспензионной культуре. Сравнивали клетки культур возрастом 7 сут, во время интенсивного роста биомассы, и 28 сут, когда культура находилась в стационарной фазе. Было установлено, что старение сопряжено с падением накопления аминокислот. В то же время возрастал уровень пентоз и сложных сахаров, включая сахарозу, тогда как уровень глюкозы, фруктозы и сахарофосфатов снижался. Для стареющих культур характерен больший уровень накопления малата, пирувата и некоторых других карбоксилатов. Таким образом, полученные метаболомные данные свидетельствуют, что старение сопряжено с изменением обмена аминокислот, снижением активности начального этапа гликолиза, накоплением сложных сахаров, пентоз и карбоксилатов.

Об авторах

Роман Константинович Пузанский

Ботанический институт им. В.Л. Комарова Российской академии наук; Санкт-Петербургский государственный университет

Email: puzansky@yandex.ru
ORCID iD: 0000-0002-5862-2676
SPIN-код: 6399-2016

канд. биол. наук

Россия, Санкт-Петербург; Санкт-Петербург

Анастасия Алексеевна Кирпичникова

Санкт-Петербургский государственный университет

Email: nastin1972@mail.ru
ORCID iD: 0000-0001-5133-5175
SPIN-код: 9960-9527
Россия, Санкт-Петербург

Алексей Леонидович Шаварда

Ботанический институт им. В.Л. Комарова Российской академии наук; Санкт-Петербургский государственный университет

Email: stachyopsis@gmail.com
ORCID iD: 0000-0003-1778-2814
SPIN-код: 5637-5122

канд. биол. наук

Россия, Санкт-Петербург; Санкт-Петербург

Владислав Владимирович Емельянов

Санкт-Петербургский государственный университет

Email: bootika@mail.ru
ORCID iD: 0000-0003-2323-5235
SPIN-код: 9460-1278

канд. биол. наук, доцент

Россия, Санкт-Петербург

Мария Федоровна Шишова

Санкт-Петербургский государственный университет

Автор, ответственный за переписку.
Email: mshishova@mail.ru
ORCID iD: 0000-0003-3657-2986
SPIN-код: 7842-7611
https://bio.spbu.ru/staff/id200_mfsh.php

д-р биол. наук, профессор

Россия, Санкт-Петербург

Список литературы

  1. Imseng N., Schillberg S., Schürch C., et al. Suspension culture of plant cells under heterotrophic conditions. В кн.: Meyer H., Schmidhalter D.R., editors. Industrial scale suspension culture of living cells. 1st edition. Wiley, 2014. P. 224–258. doi: 10.1002/9783527683321.ch07
  2. Loyola-Vargas V.M., Vázquez-Flota F. An introduction to plant cell culture: back to the future. В кн.: Loyola-Vargas V.M., Vázquez-Flota F., editors. Plant Cell Culture Protocols. Methods in Molecular Biology™. Vol. 318. Humana Press, 2005. P. 3–8. doi: 10.1385/1-59259-959-1:003
  3. Mhlongo M.I., Steenkamp P.A., Piater L.A., et al. Profiling of altered metabolomic states in Nicotiana tabacum cells induced by priming agents // Front Plant Sci. 2016. Vol. 7. ID 1527. doi: 10.3389/fpls.2016.01527
  4. Kariya K., Tsuchiya Y., Sasaki T., Yamamoto Y. Aluminium-induced cell death requires upregulation of NtVPE1 gene coding vacuolar processing enzyme in tobacco (Nicotiana tabacum L.) // J Inorg Biochem. 2018. Vol. 181. P. 152–161. doi: 10.1016/j.jinorgbio.2017.09.008
  5. Bapat V.A., Kavi Kishor P.B., Jalaja N., et al. Plant cell cultures: Biofactories for the production of bioactive compounds // Agronomy. 2023. Vol. 13, N. 3. ID 858. doi: 10.3390/agronomy13030858
  6. Zagorskaya A.A., Deineko E.V. Suspension-cultured plant cells as a platform for obtaining recombinant proteins // Russian Journal Plant Physiology. 2017. Vol. 64, N. 6. P. 795–807. doi: 10.1134/S102144371705017X
  7. Roitsch T., Sinha A.K. Application of photoautotrophic suspension cultures in plant science // Photosynt. 2002. Vol. 40, N. 4. P. 481–492. doi: 10.1023/A:1024332430494
  8. Schenk R.U., Hildebrandt A.C. Medium and techniques for induction and growth of monocotyledonous and dicotyledonous plant cell cultures // Can J Bot. 1972. Vol. 50, N. 1. P. 199–204. doi: 10.1139/b72-026
  9. Dominguez P.G., Niittylä T. Mobile forms of carbon in trees: metabolism and transport // Tree Physiol. 2022. Vol. 42, N. 3. P. 458–487. doi: 10.1093/treephys/tpab123
  10. Ruan Y.L. Sucrose metabolism: Gateway to diverse carbon use and sugar signaling // Annu Rev Plant Biol. 2014. Vol. 65. P. 33–67. doi: 10.1146/annurev-arplant-050213-040251
  11. Contento A.L., Kim S.-J., Bassham D.C. Transcriptome profiling of the response of Arabidopsis suspension culture cells to Suc starvation // Plant Physiol. 2004. Vol. 135, N. 4. P. 2330–2347. doi: 10.1104/pp.104.044362
  12. Journet E.P., Bligny R., Douce R. Biochemical changes during sucrose deprivation in higher plant cells // J Biol Chem. 1986. Vol. 261, N. 7. P. 3193–3199. doi: 10.1016/S0021-9258(17)35767-8
  13. Wang H.-J., Wan A.-R., Hsu C.-M., et al. Transcriptomic adaptations in rice suspension cells under sucrose starvation // Plant Mol Biol. 2007. Vol. 63, N. 4. P. 441–463. doi: 10.1007/s11103-006-9100-4
  14. Gout E., Bligny R., Douce R., et al. Early response of plant cell to carbon deprivation: in vivo 31P-NMR spectroscopy shows a quasi-instantaneous disruption on cytosolic sugars, phosphorylated intermediates of energy metabolism, phosphate partitioning, and intracellular pHs // New Phytol. 2011. Vol. 189, N. 1. P. 135–147. doi: 10.1111/j.1469-8137.2010.03449.x
  15. Roby C., Martin J.-B., Bligny R., Douce R. Biochemical changes during sucrose deprivation in higher plant cells. Phosphorus-31 nuclear magnetic resonance studies // J Biol Chem. 1987. Vol. 262, N. 11. P. 5000–5007. doi: 10.1016/S0021-9258(18)61145-7
  16. Inoue Y., Moriyasu Y. Degradation of membrane phospholipids in plant cells cultured in sucrose-free medium // Autophagy. 2006. Vol. 2, N. 3. P. 244–246. doi: 10.4161/auto.2745
  17. Kim S.W., Koo B.C., Kim J., Liu J.R. Metabolic discrimination of sucrose starvation from Arabidopsis cell suspension by 1H NMR based metabolomics // Biotechnol Bioprocess Eng. 2007. Vol. 12, N. 6. P. 653–661. doi: 10.1007/BF02931082
  18. Binder S. Branched-chain amino acid metabolism in Arabidopsis thaliana // The Arabidopsis Book. 2010. Vol. 2010, N. 8. ID e0137. doi: 10.1199/tab.0137
  19. Morkunas I., Borek S., Formela M., Ratajczak L. Plant responses to sugar starvation. В кн.: Chang C.F., editor. Carbohydrates — comprehensive studies on glycobiology and glycotechnology. InTech, 2012. doi: 10.5772/51569
  20. Tsuchiya Y., Nakamura T., Izumi Y., et al. Physiological role of aerobic fermentation constitutively expressed in an aluminum-tolerant cell line of tobacco (Nicotiana tabacum) // Plant Cell Physiol. 2021. Vol. 62, N. 9. P. 1460–1477. doi: 10.1093/pcp/pcab098
  21. Rontein D., Dieuaide-Noubhani M., Dufourc E.J., et al. The metabolic architecture of plant cells // J Biol Chem. 2002. Vol. 277, N. 46. P. 43948–43960. doi: 10.1074/jbc.M206366200
  22. Peč J., Flores-Sanchez I.J., Choi Y.H., Verpoorte R. Metabolic analysis of elicited cell suspension cultures of Cannabis sativa L. by 1H-NMR spectroscopy // Biotechnol Lett. 2010. Vol. 32, N. 7. P. 935–941. doi: 10.1007/s10529-010-0225-9
  23. Toyooka K., Sato M., Wakazaki M., Matsuoka K. Morphological and quantitative changes in mitochondria, plastids, and peroxisomes during the log-to-stationary transition of the growth phase in cultured tobacco BY-2 cells // Plant Signal Behav. 2016. Vol. 11, N. 3. ID e1149669. doi: 10.1080/15592324.2016.1149669
  24. Toyooka K., Sato M., Kutsuna N., et al. Wide-range high-resolution transmission electron microscopy reveals morphological and distributional changes of endomembrane compartments during log to stationary transition of growth phase in tobacco BY-2 cells // Plant Cell Physiol. 2014. Vol. 55, N. 9. P. 1544–1555. doi: 10.1093/pcp/pcu084
  25. Voitsekhovskaja O.V., Schiermeyer A., Reumann S. Plant peroxisomes are degraded by starvation-induced and constitutive autophagy in tobacco BY-2 suspension-cultured cells // Front Plant Sci. 2014. Vol. 5. ID 629. doi: 10.3389/fpls.2014.00629
  26. Zhao Z., Zhang J.-W., Lu S.-H., et al. Transcriptome divergence between developmental senescence and premature senescence in Nicotiana tabacum L. // Sci Rep. 2020. Vol. 10, N. 1. ID 20556. doi: 10.1038/s41598-020-77395-2
  27. Buchanan-Wollaston V., Page T., Harrison E., et al. Comparative transcriptome analysis reveals significant differences in gene expression and signalling pathways between developmental and dark/starvation-induced senescence in Arabidopsis // Plant J. 2005. Vol. 42, N. 4. P. 567–585. doi: 10.1111/j.1365-313X.2005.02399.x
  28. Noor E., Eden E., Milo R., Alon U. Central carbon metabolism as a minimal biochemical walk between precursors for biomass and energy // Mol Cell. 2010. Vol. 39, N. 5. P. 809–820. doi: 10.1016/j.molcel.2010.08.031
  29. Zakhartsev M., Medvedeva I., Orlov Y., et al. Metabolic model of central carbon and energy metabolisms of growing Arabidopsis thaliana in relation to sucrose translocation // BMC Plant Biol. 2016. Vol. 16, N. 1. ID262. doi: 10.1186/s12870-016-0868-3
  30. Fiehn O. Metabolomics by Gas chromatography–mass spectrometry: Combined targeted and untargeted profiling // Curr Prot Molecul Biol. 2016. Vol. 114, N. 1. P. 30.4.1–30.4.32. doi: 10.1002/0471142727.mb3004s114
  31. Zažímalová E., Petrášek J., Morris D.A. The dynamics of auxin transport in tobacco cells // Bulg J Plant Physiol. 2003. N. S. P. 207–224.
  32. Campanoni P., Blasius B., Nick P. Auxin transport synchronizes the pattern of cell division in a tobacco cell line // Plant Physiol. 2003. Vol. 133, N. 3. P. 1251–1260. doi: 10.1104/pp.103.027953
  33. Zažimalová E., Opatrný Z., Březinová A., Eder J. The effect of auxin starvation on the growth of auxin-dependent tobacco cell culture: dynamics of auxin-binding activity and endogenous free IAA content // J Exp Bot. 1995. Vol. 46, N. 9. P. 1205–1213. doi: 10.1093/jxb/46.9.1205
  34. Johnsen L.G., Skou P.B., Khakimov B., Bro R. Gas chromatography–mass spectrometry data processing made easy // J Chromatogr A. 2017. Vol. 1503. P. 57–64. doi: 10.1016/j.chroma.2017.04.052
  35. Hummel J., Selbig J., Walther D., Kopka J. The Golm Metabolome Database: a database for GC-MS based metabolite profiling. В кн.: Nielsen J., Jewett M.C., editors. Metabolomics. Topics in Current Genetics. Vol. 18. Berlin, Heidelberg: Springer, 2007. P. 75–95. doi: 10.1007/4735_2007_0229
  36. Hastie T., Tibshirani R., Narasimhan B., Chu G. impute: impute: Imputation for microarray data // Bioconductor. 2023. R package version 1.76.0. doi: 10.18129/B9.bioc.impute
  37. Stacklies W., Redestig H., Scholz M., et al. pcaMethods — a bioconductor package providing PCA methods for incomplete data // Bioinformatics. 2007. Vol. 23, N. 9. P. 1164–1167. doi: 10.1093/bioinformatics/btm069
  38. Thévenot E.A., Roux A., Xu Y., et al. Analysis of the human adult urinary metabolome variations with age, body mass index, and gender by implementing a comprehensive workflow for univariate and OPLS statistical analyses // J Proteome Res. 2015. Vol. 14, N. 8. P. 3322–3335. doi: 10.1021/acs.jproteome.5b00354
  39. Korotkevich G., Sukhov V., Budin N., et al. Fast gene set enrichment analysis // BioRxiv. 2021. ID60012. doi: 10.1101/060012
  40. Kanehisa M., Furumichi M., Sato Y., et al. KEGG for taxonomy-based analysis of pathways and genomes // Nucleic Acids Res. 2023. Vol. 51, N. D1. P. D587–D592. doi: 10.1093/nar/gkac963
  41. Tenenbaum D., Maintainer B. KEGGREST: Client-side REST access to the Kyoto Encyclopedia of genes and genomes (KEGG) // Bioconductor. 2022. R package version 1.36.2. doi: 10.18129/B9.bioc.KEGGREST
  42. Shannon P., Markiel A., Ozier O., et al. Cytoscape: A software environment for integrated models of biomolecular interaction networks // Genome Res. 2003. Vol. 13, N. 11. P. 2498–2504. doi: 10.1101/gr.1239303
  43. Yemelyanov V.V., Puzanskiy R.K., Burlakovskiy M.S., et al. Metabolic profiling of transgenic tobacco plants synthesizing bovine interferon-gamma. В кн.: Zhan X., editor. Metabolomics — methodology and applications in medical sciences and life sciences. IntechOpen, 2021. doi: 10.5772/intechopen.96862
  44. Li D., Heiling S., Baldwin I.T., Gaquerel E. Illuminating a plant’s tissue-specific metabolic diversity using computational metabolomics and information theory // PNAS USA. 2016. Vol. 113, N. 47. P. E7610–E7618. doi: 10.1073/pnas.1610218113
  45. Bartnik M., Facey P.C. Glycosides. В кн.: Badal S., Delgoda R., editors. Pharmacognosy. Elsevier, 2017. P. 101–161. doi: 10.1016/B978-0-12-802104-0.00008-1
  46. Tugizimana F., Steenkamp P.A., Piater L.A., Dubery I.A. Multi-platform metabolomic analyses of ergosterol-induced dynamic changes in Nicotiana tabacum cells // PLoS ONE. 2014. Vol. 9, N. 1. ID e87846. doi: 10.1371/journal.pone.0087846
  47. Petrova N.V., Sazanova K.V., Medvedeva N.A., Shavarda A.L. Features of metabolomic profiles in different stages of ontogenesis in Prunella vulgaris (Lamiaceae) grown in a climate chamber // Russian Journal Bioorganic Chemistry. 2019. Vol. 45, N. 7. P. 906–912. doi: 10.1134/S1068162019070100
  48. Yurkov A.P., Puzanskiy R.K., Avdeeva G.S., et al. Mycorrhiza-induced alterations in metabolome of Medicago lupulina leaves during symbiosis development // Plants. 2021. Vol. 10, N. 11. ID 2506. doi: 10.3390/plants10112506
  49. Liu Y., Li M., Xu J., et al. Physiological and metabolomics analyses of young and old leaves from wild and cultivated soybean seedlings under low-nitrogen conditions // BMC Plant Biol. 2019. Vol. 19, N. 1. ID389. doi: 10.1186/s12870-019-2005-6
  50. Shtark O.Y., Puzanskiy R.K., Avdeeva G.S., et al. Metabolic alterations in pea leaves during arbuscular mycorrhiza development // PeerJ. 2019. Vol. 7. ID e7495. doi: 10.7717/peerj.7495
  51. Smith E.N., Ratcliffe R.G., Kruger N.J. Isotopically non-stationary metabolic flux analysis of heterotrophic Arabidopsis thaliana cell cultures // Front Plant Sci. 2023. Vol. 13. ID1049559. doi: 10.3389/fpls.2022.1049559
  52. Shameer S., Vallarino J.G., Fernie A.R., et al. Flux balance analysis of metabolism during growth by osmotic cell expansion and its application to tomato fruits // Plant J. 2020. Vol. 103, N. 1. P. 68–82. doi: 10.1111/tpj.14707
  53. Shameer S., Vallarino J.G., Fernie A.R., et al. Predicting metabolism during growth by osmotic cell expansion // BiolRxiv. 2019. ID 731232. doi: 10.1101/731232
  54. Li W., Zhang H., Li X., et al. Intergrative metabolomic and transcriptomic analyses unveil nutrient remobilization events in leaf senescence of tobacco // Sci Rep. 2017. Vol. 7, N. 1. ID 12126. doi: 10.1038/s41598-017-11615-0
  55. Tohge T., Ramos M.S., Nunes-Nesi A., et al. Toward the storage metabolome: Profiling the barley vacuole // Plant Physiol. 2011. Vol. 157, N. 3. P. 1469–1482. doi: 10.1104/pp.111.185710
  56. Ohnishi M., Anegawa A., Sugiyama Y., et al. Molecular components of Arabidopsis intact vacuoles clarified with metabolomic and proteomic analyses // Plant Cell Physiol. 2018. Vol. 59, N. 7. P. 1353–1362. doi: 10.1093/pcp/pcy069
  57. Beauvoit B.P., Colombié S., Monier A., et al. Model-assisted analysis of sugar metabolism throughout tomato fruit development reveals enzyme and carrier properties in relation to vacuole expansion // Plant Cell. 2014. Vol. 26, N. 8. P. 3224–3242. doi: 10.1105/tpc.114.127761

Дополнительные файлы

Доп. файлы
Действие
1. JATS XML
Скачать
2. Рис. 1. Рост гетеротрофной суспензионной культуры N. tabacum VBI-0

Скачать (63KB)
Метаданные
3. Рис. 2. Рассеяние профилей метаболитов в пространстве счетов главных компонент (ГК), полученных при анализе суспензионных культур клеток N. tabacum VBI-0 на стадиях роста и старения. Эллипсы — 95 % доверительные интервалы, % — доля дисперсии, связанная с главной компонентой

Скачать (94KB)
Метаданные
4. Рис. 3. Визуализация метаболитов, дифференциально накапливающихся (ДНМ), в растущих и стареющих культурах клеток N. tabacum VBI-0. Выбор ДНМ осуществлен по VIP > 1. FC — кратность различий средних значений (fold changes). Увеличение соответствует более высокому накоплению на стадии старения

Скачать (401KB)
Метаданные
5. Рис. 4. Анализ обогащения, полученный на основе нагрузок предиктивной компоненты ОПЛС-ДА. Сеть метаболических путей, реализуемых в клетках N. tabacum. Узлы — метаболические пути из базы данных KEGG. Если они имеют общие метаболиты в профиле, то они соединены ребрами, которые их стягивают. Размер — NES, нормализованная оценка обогащения (normalized enrichment score), цвет — FDR, уровень ложноположительных результатов (false discovery rate). Треугольники с вершиной, направленной вверх соответствуют более высокому накоплению интермедиатов пути при старении

Скачать (319KB)
Метаданные

© Эко-Вектор, 2024

Creative Commons License
Эта статья доступна по лицензии Creative Commons Attribution-NonCommercial-NoDerivatives 4.0 International License.
 


Согласие на обработку персональных данных

 

Используя сайт https://journals.rcsi.science, я (далее – «Пользователь» или «Субъект персональных данных») даю согласие на обработку персональных данных на этом сайте (текст Согласия) и на обработку персональных данных с помощью сервиса «Яндекс.Метрика» (текст Согласия).