The role of androgenous deficiency in the development of urolitiasis in experimental ethylenglycol rat model

Full Text

Исследования, посвященные детальному выяснению этиологии и патогенеза мочекаменной болезни, чрезвычайно актуальны в связи с неуклонным ростом частоты этого заболевания, составляющей ежегодно 0,5-5,3 % [5, 6]. У 72 % больных эта патология развивается в возрасте 30-60 лет, преимущественно у мужчин [1]. До сих пор нет цельной концепции, учитывающей все причинные факторы и условия возникновения уролитиаза и механизмы его развития. Высок в настоящее время интерес к исследованию возможных эндогенных причин уролитиаза, в частности метаболического синдрома. Рядом отечественных и зарубежных ученых предложено отнести метаболический синдром не только к факторам риска мочекислой формы заболевания, но даже считать мочекаменную болезнь новым его компонентом [5]. Имеется также много данных о роли стероидных гормонов в патогенезе мочекаменной болезни. Есть основания предполагать, что андрогенный дефицит может ускорять ее развитие [3]. Тем не менее убедительных доказательств роли андрогенного дефицита в патогенезе мочекаменной болезни в настоящее время нет. Данные ряда клинических исследований позволяют предполагать, что на фоне дефицита мужских половых гормонов уролитиаз прогрессирует гораздо быстрей и активней, однако гораздо более убедительные доказательства можно получить, используя экспериментальную модель мочекаменной болезни. Цель исследования Изучить влияние андрогенного дефицита (кастрации) на течение мочекаменной болезни у крыс на экспериментальной модели мочекаменной болезни. Материалы и методы В исследование включено 60 самцов белых крыс Wistar, массой тела на момент включения в эксперимент 220-240 г. Животные получены из ФГУП ПЛЖ «Рапполово» РАМН (Ленинградская область). Подопытные крысы после поступления из питомника проходили 14-дневный период карантина в карантинном блоке вивария с целью исключения из эксперимента животных с соматической и/или инфекционной патологией. Исследование выполнено в соответствии с «Правилами лабораторной практики» (Приказ Министерства здравоохранения и социального развития Российской Федерации от 23 августа 2010 г. № 708 н), ГОСТ Р 53434-2009 «Принципы надлежащей лабораторной практики» (Приказ Федерального агентства по техническому регулированию и метрологии от 2 декабря 2009 г. № 544-ст) и локальными актами СПбГПМУ, регламентирующими проведение научно-исследовательских работ с использованием лабораторных животных. Этические принципы обращения с животными соблюдались в соответствии с «European Convention for the Protection of Vertebral Animals Used for Experimental and Other Scientific Purposes. CETS No. 123». В исследовании использовали наиболее широкоупотребимую этиленгликолевую модель мочекаменной болезни (добавление в питьевую воду на протяжении 37 суток 1%-го раствора этиленгликоля [2]), индуцирующего развитие экспериментального оксалатного нефролитиаза. Этиленгликоль в организме медленно окисляется с образованием щавелевой кислоты, которая затем выводится почками. Данная модель является общепринятой и наиболее адекватно воспроизводит нефролитиаз человека. Андрогенный дефицит воспроизводили удалением половых желез (кастрацией) в условиях общего обезболивания (инъекционный золетиловый наркоз) за 5 суток перед включением животных в исследование и началом вспаивания этиленгликолем. Рандомизацию животных осуществляли методом случайных чисел. Было сформировано 3 экспериментальные группы: 1. «Контроль» (n = 12) - здоровые интактные крысы, у которых производили оценку изучаемых показателей для расчета фоновых референсных значений («нормальные показатели»). 2. «Этиленгликолевый нефролитиаз» (n = 24) - крысы, у которых моделировали развитие мочекаменной болезни путем отравления этиленгликолем. 3. «Этиленгликолевый нефролитиаз + андрогенный дефицит» (n = 24) - кастрированные крысы, у которых моделировали развитие мочекаменной болезни путем отравления этиленгликолем. Оценку тяжести патологического процесса производили на 28-е и 37-е сутки эксперимента. Перед выведением из эксперимента всех животных взвешивали, в указанных контрольных точках помещали в метаболические клетки, осуществляли сбор мочи за 12 часов, после чего производили взятие крови и тканей почек. Взятие крови производили путем транскутанной пункции сердца крысы в вакуумные системы Monovette (Германия) в объеме 6 мл. После процедуры взятия крови животные подвергались эвтаназии и аутопсии. Все манипуляции с животными производили в условиях общего обезболивания. Обработку крови осуществляли сразу после ее взятия [4]. Для получения обогащенной тромбоцитами плазмы производили центрифугирование крови с ускорением 240 g в течение 7 минут и последующим перенесением плазмы в другую пластиковую пробирку. Обедненную тромбоцитами плазму получали из обогащенной путем центрифугирования с ускорением 1200 g в течение 15 минут и последующим перенесением плазмы в другую пластиковую пробирку. Исследование мочи и крови осуществляли extempore. Оценивали суточный диурез, относительную плотность мочи, эритроциты в моче, концентрацию белка, глюкозы в крови и моче, содержание креатинина и мочевины в крови. Фиксацию фрагментов почек крыс и их гистологическую обработку производили общепринятыми методами после взятия материала на 37-е сутки исследования. Окраску обзорных препаратов производили гематоксилином и эозином. Морфологическое исследование производили светооптическим методом. Выявление кальциево-оксалатных микроконкрементов осуществляли методом Косса. Статистическая обработка производилась при помощи пакета программ SPSSforWindows. Данные приведены в виде М ± SЕ (средняя арифметическая ± ошибка средней арифметической). Проверка характера распределения данных производилась путем расчета критерия Колмогорова-Смирнова. Сравнение средних данных независимых выборок осуществляли при помощи t-критерия Стьюдента (при нормальном характере распределения вариант в выборочной совокупности) и U-критерия Манна-Уитни (при распределении вариант в выборочной совокупности, отличном от нормального). Сравнение средних данных зависимых выборок осуществляли при помощи критерия Вилкоксона. Достоверным уровнем отличий принимали вероятность не менее 95 % (р < 0,05), что является стандартом в медико-биологических исследованиях. Результаты и их обсуждение Моделирование мочекаменной болезни путем добавления этиленгликоля в питьевую воду приводило к развитию значительных нарушений со стороны органов мочевыделительной системы (табл. 1). Поражение почек у крыс, усиленное андрогенным дефицитом, сопровождалось существенными изменениями массы тела животных. В группе крыс с этиленгликолевой нефропатией средняя масса тела на 28-е сутки исследования существенно снизилась до 189,5 ± 12,5 г, что было статистически значимо на 49 г ниже, чем в контрольной группе (238,5 ± 9,5 г, р < 0,001). К 37-м суткам эксперимента уменьшение массы тела подопытных животных было менее выраженным и составило в среднем 4,5 г (185,0 ± 9,5 г). Андрогенный дефицит не оказал значительного влияния на динамику массы тела подопытных животных. Во всех контрольных точках исследования масса животных обследуемой группы статистически значимо не отличалась от аналогичного показателя у некастрированных крыс (p > 0,05). Снижение общей массы тела подопытных крыс при интоксикации этиленгликолем сопровождалось незначительным увеличением относительной массы почек, которая составляла 9,8 ± 1,9 мг/100 г массы тела (28-е сутки) и 9,9 ± 2,3 мг/100 г массы тела (37-е сутки), что превышало аналогичный показатель в контрольной группе (8,2 ± 1,1 мг/100 г массы тела животного). Значительной динамики исследуемого показателя на фоне андрогенного дефицита не установлено. Обоснованность выбора моделей мочекаменной болезни наиболее ярко подтверждается при анализе основных биохимических параметров крови и мочи подопытных животных. Результаты представлены в таблице 1. Интоксикация этиленгликолем приводила к прогрессирующему уменьшению суточного объема мочи, достоверно отличающемуся от нормальных показателей на всем протяжении эксперимента, значительной гематурии, протеинурии и глюкозурии. На фоне недостатка половых гормонов наблюдали более тяжелое течение мочекаменной болезни, что выражалось в развитии гипергликемического и глюкозурического синдромов, нарушении азотистого обмена достоверно более высоких степеней тяжести, чем у некастрированных крыс. Развитие мочекаменной болезни приводило к характерным для нефролитиаза морфологическим изменениям почек подопытных животных. При макроскопическом исследовании существенных различий в строении органов между кастрированными крысами и крысами с нормальным уровнем половых гормонов не установлено. Почки у животных обеих экспериментальных групп увеличены в размерах. Ткани почек отечны, мозговое вещество гиперемировано, в корковом слое отмечалось чередование участков гиперемии и ишемии. Гистологический анализ показал наличие нарушений микроциркуляции, выражающихся в гиперемии мозгового и прилегающих областей коркового слоев. Вены и венулы увеличены в размерах, количество капилляров увеличено. Периваскулярная область умеренно инфильтрирована лейкоцитами. Канальцевый аппарат нефронов существенно не изменен, просвет канальцев местами расширен. Гистохимически в мозговом веществе почек выявляются многочисленные кальциевые микроконкременты (рис. 1). Несмотря на схожесть морфологических признаков мочекаменной болезни в обеих экспериментальных группах, было показано, что в целом андрогенный дефицит ускорял и утяжелял развитие заболевания. В частности, микроконкременты у сосочка почки кастрированных крыс образовывались немного раньше и были многочисленнее и крупнее, чем у животных, находившихся на этиленгликолевом вспаивании, но без кастрации. Заключение Воспроизведена модель мочекаменной болезни у лабораторных крыс: поражение почек достигнуто путем добавления в питьевую воду этиленгликоля (1%-й раствор). Модель характеризовалась развитием олигоурии, нарушениями азотистого и углеводного обменов, изменениями гистоархитектоники почек и отложением в паренхиме органа кальциевых микроконкрементов. Моделирование мочекаменной болезни на фоне андрогенного дефицита приводило к усугублению тяжести течения и ускорению развития патологического процесса.

About the authors

Nair Sabirovich Tagirov

St. Petersburg City Hospital of St. Elisabeth

Email: ruslana73nair@mail.ru
MD, PhD, doctor. Urologiс Department

Alexander Petrovich Trashkov

St. Petersburg State Pediatric Medical University

Email: trashkov@gmail.com
MD, PhD, Associate Professor. Department of Pathophysiology and Immunopathology

Lev Dmitrievich Balashov

St. Petersburg State Pediatric Medical University

Email: levbalashov@mail.ru
MD, PhD, Associate Professor. Department of Pathophysiology and Immunopathology

Nikita Alexeevich Balashov

St. Petersburg State Pediatric Medical University

Email: levbalashov@mail.ru
six year student. Department of Pathophysiology and Immunopathology

References

Supplementary files