Research of the properties of protein hydrolysates obtained from the broiler chicken gizzards as a potential component of bioactive film coatings

Full Text

1. Введение

Белковые гидролизаты и биологически активные пептиды, выделенные из пищевых белков, благодаря своей антиоксидантной и антимикробной активности могут быть использованы в качестве натуральных пищевых консервантов [1]. Их широко используют как активный компонент композиционных упаковочных материалов, обеспечивающих увеличение сроков хранения продуктов питания [2, 3].

В последние годы ученые во всем мире все более активно исследуют возможности получения биоразлагаемых упаковочных материалов, которые полностью состоят из натуральных биополимеров [4] и могут употребляться вместе с упакованным продуктом [5].

Однако более перспективны работы, направленные на разработку интеллектуальных пленочных покрытий с новыми функциональными возможностями, содержащих противомикробные агенты, антиоксиданты и биоактивные компоненты для увеличения сроков хранения продукции и повышения ее безопасности [6, 7].

Многие ученые продемонстрировали, что использование пищевых активных упаковочных материалов с биоактивными пептидами и белковыми гидролизатами способствует ингибированию патогенных микроорганизмов и замедлению окисления липидов, что в свою очередь повышает безопасность пищевых продуктов [8]. Однако формирование биоактивных свойств пленок, а также их структурно-механических и морфологических характеристик зависит от свойств введенных белковых гидролизатов.

Биоактивные пептиды высвобождаются из пищевых белков в процессе ферментативного гидролиза за счет протеолитической активности микроорганизмов или ферментов. Гидролиз вызывает образование более мелких белковых фракций со специфическими физико-химическими и функциональными свойствами. Такие структурные модификации включают уменьшение молекулярной массы, повышение гидрофильности за счет увеличения полярных групп (–NH₄⁺, —CO₂^-) и изменение их молекулярной организации. Белковые гидролизаты содержат не только биоактивные пептиды, которые представляют собой небольшие фрагменты белка, имеющие 2–20 аминокислотных остатков и молекулярные массы менее 6000 Da [9], но и более высокомолекулярные фрагменты.

Биологически активные пептиды при высвобождении протеолитическими ферментами могут взаимодействовать с соответствующими рецепторами и регулировать физиологические функции организма, проявляя антиоксидантные, антибактериальные, противогрибковые и другие физиологические свойства.

Именно благодаря антиоксидантным свойствам белковые гидролизаты и биологически активные пептиды являются перспективной альтернативой синтетическим консервантам в составе пищевых систем и активных упаковочных материалов. Антиоксидантные пептиды обычно состоят из 3–16 аминокислотных остатков, представленных в основном гистидином, тирозином, метионином, цистеином, триптофаном и лизином, которые также проявляют антиоксидантную активность в свободной форме [10, 11].

Биоактивные пептиды, разрывая цепь свободнорадикальных реакций, могут ингибировать скорость ферментативных и неферментативных процессов окисления, инактивировать свободные радикалы, проявляя антиоксидантные свойства [12].

Кроме того, благодаря поверхностно-активным свойствам, белковые гидролизаты могут располагаться на уровне границы раздела фаз масло: вода в пищевых эмульсиях, создавая физический барьер, минимизирующий контакт липидов с окислителями [13].

Биоактивные гидролизаты получают при направленном гидролизе полимерных белковых молекул. Наиболее экологичный метод получения — ферментативный гидролиз, в том числе протеолитическими ферментами культур микроорганизмов. Изменяя условия и параметры ферментации возможно получать белковые гидролизаты с заданными функционально-технологическими и физиологическими свойствами.

В многочисленных исследованиях доказаны технологические свойства гидролизатов коллагена, что позволяет широко применять их в качестве эмульгирующих и стабилизирующих компонентов при получении разных видов эмульсий, суспензий, гелей, а также для формирования устойчивых пищевых систем [14, 15].

Функциональные и технологические свойства коллагеновых белков могут быть целенаправленно модифицированы в процессе экстракции и гидролиза. Функциональные свойства, проявляемые белковыми гидролизатами, полученными в результате ферментативной обработки, зависят от природы субстрата, от специфичности используемого фермента и от условий гидролиза [16].

Доказана зависимость гелеобразующих свойств и водоудерживающей способности гидролизатов коллагена от температуры и уровня рН в процессе гидролиза. Кроме того, установлено, что на формирование технологических свойств белка значительно влияют поверхностный заряд, распределение молекулярной массы и температура денатурации [17].

Li и др. (2013) проанализировали, что на растворимость гидролизатов коллагена влияет его молекулярная структура, наличие ионизируемых полярных групп, образующихся при гидролизе, электростатические и гидрофобные взаимодействия отдельных функциональных групп. Технологические свойства коллагена тесно связаны с его молекулярно-массовым распределением, которое зависит от характеристик сырья и от условий процесса получения материала [18].

Белковые гидролизаты, полученные из коллагенсодержащего сырья, широко используются в пищевой и биомедицинской отрасли, фармацевтической инженерии, что обусловлено их уникальными свойствами, высокой биосовместимостью, способностью к биологическому разложению, низкой антигенностью [19, 20].

Белковые гидролизаты являются комплексными структурами, которые играют ключевую роль в формировании функциональных свойств и однородности композиционных составов пленок. Эти компоненты обуславливают технологические свойства полимерных систем, проявляя водо- и жироудерживающие свойства, гелеобразующие и стабилизирующие эффекты. В недавних исследованиях было доказано, что высокая растворимость белковых компонентов интенсифицирует их встраивание в структурную матрицу композитов, обуславливает гомогенную структуру и улучшенные механические характеристики [21]. Например, исследования рисового белка и его гидролизата показали, что из-за плохой растворимости белка у пленок образуется шероховатая поверхность и ухудшаются свойства. В то время как пленки с добавлением гидролизата рисового белка обладают превосходной растяжимостью благодаря хорошей растворимости гидролизата в воде [22]. При добавлении в биоразлагаемые пленки на основе хитозана белковых гидролизатов молочной сыворотки установлено незначительное повышение растворимости пленки, что авторы объясняют высокой растворимостью самого гидролизата. Кроме того, введение сывороточного белкового гидролизата значительно повышало прочность композитных пленок из хитозана. Ученые связывают это с ковалентными взаимодействиями между аминными группами хитозана и карбоновыми группами аминокислот молочной сыворотки, то есть с межмолекулярным сшиванием, за счет которого повышается механическая прочность пленок [23]. Жироэмульгирующие свойства белковых гидролизатов имеют потенциал для стабилизации микроэмульсий, встраиваемых в состав биоактивных пленок [24]. Также, например, установлено, что наличие полярных групп, образуемых в результате ферментативного гидролиза рыбного белка, придает получаемым гидролизатам хорошую водоудерживающую способность. Пленки с добавлением таких гидролизатов белка с полярными группами обладают высокой гидрофильностью и водопоглощением, что обусловливает снижение угла контакта пленки с водой [25].

Многие ученые указывают на высокую протеолитическую активность бифидобактерий, пропионовокислых бактерий и ацидофильной палочки. Синергетический эффект от воздействия на белковый субстрат ферментов, продуцируемых микроорганизмами, а также таких продуктов метаболизма, как органические кислоты, позволяет преобразовать полипептидные цепи сложных белков в более простые пептиды и свободные аминокислоты.

В связи с этим перспективно использование данных видов бактерий для проведения микробной ферментации белковых субстратов, например, в виде субпродуктов птицы и молочной сыворотки.

С точки зрения преобразования вторичных сырьевых ресурсов предприятий пищевой отрасли в белковые компоненты и добавки, используемые и в производстве биоразлагаемых материалов, биоконверсия является многообещающим подходом как к сохранению продовольственных ресурсов, так и к обеспечению экологического благополучия.

Целью исследований является установление функциональных и технологических свойств белковых гидролизатов, полученных микробной ферментацией субпродуктов птицы в молочной сыворотке в присутствии бифидобактерий, пропионовокислых бактерий и ацидофильной палочки, как потенциального активного компонента пленочных покрытий для продуктов питания.

2. Объекты и методы

Объектом исследований являются белковые гидролизаты (БГ), полученные микробной ферментацией желудков цыплят-бройлеров в молочной сыворотке. Технологическая схема получения белковых гидролизатов представлена на Рисунке 1, оптимальные параметры процесса гидролиза (температура, продолжительность, количество закваски) были установлены в результате многофакторного эксперимента в ранее опубликованной работе [26].

 

Рисунок 1. Технологическая схема получения белковых гидролизатов (создано с помощью BioRender)

Figure 1. Technological scheme of production of protein hydrolysates (created using BioRender)

 

В качестве биологических агентов для ферментации использовали закваски, представленные в Таблице 1; жидкий концентрат бифидобактерий и концентрат пропионовокислых бактерий «Пропионикс» производства ООО «Пропионикс» (Россия), закваска «Ацидофилин» (ООО «Бакздрав», Россия).

Количество вводимых бактериальных препаратов составляло 1·10⁸ КОЕ/см³.

 

Таблица 1. Обозначение образцов белковых гидролизатов

Table 1. Designation of the samples of protein hydrolysates

Компонент БГ	Обозначение БГ
	БГ-К	БГ-А	БГ-П	БГ-Б
Обезжиренные желудки цыплят-бройлеров	+	+	+	+
Молочная сыворотка	+	+	+	+
Закваска «Ацидофилин» (Lactobacillus Acidophilus, Streptococcus thermophiles)		+	–	–
Жидкий концентрат «Пропионикс» (Propionibacterium freudenreichii shermanii KM 186)	–	–	+	–
Жидкий концентрат бифидобактерий (Bifidobacterium longum B379M)	–	–	–	+

 

У полученных белковых гидролизатов определяли технологические показатели (растворимость, жироудерживающая, влагоудерживающая, жироэмульгирующая способности) и функциональные свойства (антирадикальная активность, антиоксидантная способность).

Для определения жироудерживающей способности (ЖУС) навеску БГ массой 5 г помещали во взвешенную градуированную центрифужную пробирку, добавляли 30 мл рафинированного и дезодорированного подсолнечного масла. Смесь перемешивали в течение 1 мин при скорости вращения магнитной мешалки Stegler HS (Shanghai Jingke Scientific Instrument Co, Ltd, Китай) 1000 об/мин, отстаивали 30 мин, после чего центрифугировали 15 мин при 4000 об/мин в центрифуге ЦЛУ-1 «Орбита» (НПО «Ветинструмент», Россия) и взвешивали пробирку с белком и маслом. Неадсорбированное масло сливали, пробирку устанавливали в наклонном положении под углом 10–15° на 10 мин для удаления оставшегося масла, затем пробирку взвешивали.

ЖУС рассчитывали по формуле:

$ЖУС=\frac{a-b}{c}\cdot 100$ (1),

где a — масса пробирки с белком и связанным маслом, г;

b — масса пробирки с белком, г;

с — навеска белка, г.

Определение влагоудерживающей способности (ВУС) проводили аналогично ЖУС, но вместо подсолнечного масла в центрифужную пробирку добавляли воду.

ВУС рассчитывали по формуле:

ВУС = $ВУС=\frac{d-b}{c}\cdot 100$ · 100 (2),

где d — масса пробирки с белком и связанной водой, г.

Для определения жироэмульгирующей способности (ЖЭС) навеску гидролизата массой 3,5 г помещали в блендер, добавляли 50 мл дистиллированной воды и готовили суспензию в течение 1 мин при 4000 об/мин. Затем в смесь добавляли 50 мл подсолнечного масла и эмульгировали в блендере 5 минут. Эмульсию помещали в градуированную пробирку и центрифугировали в центрифуге ЦЛУ-1 «Орбита» (НПО «Ветинструмент», Россия) 5 минут при 2000 об/мин.

ЖЭС рассчитывали по формуле:

$ЖЭС=\frac{V_{э}}{V_0}\cdot 100\cdot 100$  (3),

где V_Э — объем эмульгированного слоя, мл;

V₀ — общий объем смеси, мл.

Для определения растворимости в мерный стакан вместимостью 100 см³ помещали навеску БГ в количестве 3,5 г. Навеску растворяли небольшими порциями воды температурой (40 ± 2) °C, тщательно растирая комочки стеклянной палочкой, доводили объем водой до 50 см³ и выдерживали полученный раствор в течение 15–20 мин при температуре 18–25 °C. Растворенный БГ перемешивали, заполняли им предварительно взвешенные центрифужные пробирки. Пробирки центрифугировали (НПО «Ветинструмент», Россия) в течение 5 мин. По окончании центрифугирования при отсутствии четкой границы надосадочную жидкость сливали, оставляя над осадком ее слой высотой около 5 мм. Затем доливали в пробирки воду температурой 18–25 °C до верхней метки, перемешивали содержимое пробирок стеклянной палочкой, закрывали пробками и центрифугировали в течение 5 мин. Из пробирок удаляли надосадочную жидкость, подсушивали с остатком и взвешивали. По разности масс пустой пробирки и пробирки с остатком определяли растворимость (%).

Средний гидродинамический размер частиц в БГ определяли на анализаторе размера частиц Microtrac FLEX (Microtrac Inc., Montgomeryville, США).

У полученных белковых гидролизатов исследовали молекулярно-массовое распределение пептидов методом УВЭЖХ, совмещенной с масс-спектрометрией, с последующей идентификацией полученных пептидов. Хроматографическое разделение исследуемых пептидов проводили с использованием системы УВЭЖХ 1290 Infinity (Agilent Technologies, Санта-Клара, Калифорния, США), аналитической колонки AdvanceBio Peptide Mapping 120Å (2,1 × 250 мм, размер частиц 2,7 мкм (Agilent Technologies, Санта-Клара, Калифорния, США) и аналитической защитной колонки ZORBAX Extend-C18 (4,6 × 12,5 мм, 5 мкм) (Agilent Technologies, Санта-Клара, Калифорния, США). Подвижную фазу, H₂O (A) и ACN (B), приготовленные с 0,1% муравьиной кислотой (Sigma-Aldrich, Darmstadt, Германия) v/v, прокачивали со скоростью 0,2 мл/мин, объем впрыска составлял 10 мкл. Подробно методика проведения исследования с обозначением используемых параметров описана в работе [1].

Обнаруженные соединения идентифицировали методом МС-фрагментации с использованием программного обеспечения MSDIAL (версия 5.1, RIKEN CSRS, Yokohama City, Япония). Более 300 соединений было получено с применением параметров программы MSDIAL с точным допуском по массе MS1–0,01Да и MS2–0,05 Да. Количественное определение основных пептидов проводили с использованием калибровочных кривых Лейтрагина®; коэффициент регрессии > 0,990.

Антирадикальную активность 1%-ных растворов белковых гидролизатов определяли методом DPPH. Для исследований использовали раствор: 0,025 г 2,2-дифенил-1-пикрилгидразила (DPPH, Central Drug House Ltd, Daryaganj, Delhi, India) в 100 мл этанола. 0,5 мл раствора БГ смешивали с 3,6 мл раствора DPPH, инкубировали в темноте в течение 30 мин. Поглощение измеряли на спектрофотометре Jenway 6405 UV/Vis (Jenway Ltd, Felstad, Великобритания) при 515 нм [27].

Радикал-поглощающую активность (РПА) DPPH рассчитывали по формуле, %:

$РП{А}_{DPPH}=\frac{A_k-A_i}{A_k}\cdot 100\%$ (4),

где A_k — значение оптической плотности для контрольного образца; A_i — значение оптической плотности исследуемого образца.

Также определяли значение показателя IC₅₀, который характеризует концентрацию вещества, связывающего 50% образовавшихся радикалов DPPH. Величину IC₅₀ рассчитывали по графику значений РПА_DPPH (%) для различных концентраций белковых гидролизатов (от 0 до 9 мг/мл). Для этого готовили серию разведений БГ в концентрациях 1, 3, 5, 7 и 9 мг/мл и измеряли их антирадикальную активность. По полученным данным построили график, по которому установили значение величины IC₅₀.

Антиоксидантную способность (АОС) БГ электрогенерированным бромом определяли методом кулонометрического титрования на кулонометре «Эксперт-006» (НПК ООО «Эконикс-Эксперт», Россия). Для анализа использовали 1%-ный спиртовый раствор БГ, объем аликвоты составлял 1 мл. В качестве эталона применяли 0,1%-й раствор аскорбиновой кислоты. Суммарную антиоксидантную активность в пересчете на г аскорбиновой кислоты на 100 см³ пробы вычисляли по формуле (5):

$X=Q\cdot \frac{C\cdot V_{ал}}{100\cdot I\cdot t}$ (5),

где Q — суммарная антиоксидантная активность анализируемой пробы в количестве электричества, Кл;

С — концентрация аскорбиновой кислоты в стандартном растворе в г на 100 см³ раствора;

I — сила тока (50 мА);

t — время достижения конечной точки титрования, с;

V_ал — объем аликвоты, см³.

Результаты выражали в мг-экв. аскорбиновой кислоты / г БГ.

Анализы проводили в пяти повторностях; каждое измерение повторяли трижды. Результаты выражали как средние значения пяти измерений ± стандартное отклонение. Значения вероятности p ≤ 0,05 были взяты для обозначения статистической значимости. Данные были проанализированы с помощью однофакторного дисперсионного анализа и теста Тьюки с использованием программного обеспечения в свободном доступе, предложенного Assaad и др. [28].

3. Результаты и обсуждение

Технологические свойства компонентов композиционных материалов в совокупности влияют на формирование однородных и стабильных композиционных составов для последующего получения пленок с необходимыми свойствами. Помимо основной структурообразующей матрицы в виде природных биополимеров, в композиционные составы добавляют пластификаторы и эмульгаторы для улучшения гибкости, растяжимости и стабильности структуры пленочного покрытия. Поэтому для получения однородных стабильных пленок с добавлением белковых гидролизатов в качестве активного компонента важно понимание их технологических свойств.

Результаты определения технологических показателей БГ представлены в Таблице 2.

 

Таблица 2. Технологические показатели БГ

Table 2. Technological indicators of protein hydrolysates

Показатель	Значение показателя для гидролизата
	БГ-К	БГ-А	БГ-П	БГ-Б
Жироудерживающая способность, %	139,5 ± 1,94d	238,1 ± 1,93b	220,5 ± 1,58c	351,1 ± 3,29a
Влагоудерживающая способность, %	170,3 ± 2,13d	274,3 ± 1,81c	315,0 ± 2,67b	363,0 ± 1,83a
Жироэмульгирующая способность, %	47,2 ± 0,27c	48,3 ± 0,42c	53,2 ± 0,43b	61,0 ± 0,64a
Растворимость, %	88,9 ± 1,22a	91,2 ± 0,80a	90,1 ± 1,49a	91,4 ± 0,81a

Примечание: значения представляют собой средние значения ± стандартное отклонение от среднего значения для группы n = 5. Средние значения в столбце без общей надстрочной буквы различаются (p < 0,05) по данным однофакторного дисперсионного анализа и теста Тьюки.

 

Результаты оценки технологических свойств показали, что все исследуемые гидролизаты обладают достаточно высокой растворимостью независимо от вида микроорганизмов и их присутствия в сыворотке при ферментации, что благоприятно для получения гомогенных растворов и композиций. Высокая растворимость доказывает присутствие в БГ пептидов с гидрофильными свойствами, а включение таких компонентов в пленки усиливает эффект пластификатора, увеличивает свободный объем матрицы пленки, вследствие чего она становится более проницаемой и обладает высоким значением показателя паропроницаемости [29].

Результаты исследований показали существенные различия в значениях влагоудерживающей способности для разных видов БГ. Наибольшая способность удерживать влагу установлена у БГ, полученного ферментацией бифидобактериями — 363,0% (p < 0,05). Высокая жироэмульгирующая способность БГ-П и БГ-Б показывает перспективность этих гидролизатов для включения в состав пленок на основе микроэмульсий, для которых важно проявление эмульгирующих свойств при взаимодействии компонентов композиции. При гидролизе вследствие нарушения целостности белковых структур образуются многочисленные пептиды, обладающие лучшими реакционными свойствами по сравнению с нативными белками, что влияет на способность улавливать масло [30].

Отмечено, что включение в композиционные составы пленок гидрофильных молекул позволяет придать им более однородную структуру, что объясняется эффективным равномерным диспергированием молекул в альгинатной матрице [31]. Похожий результат получен при исследованиях хитозановых пленок с включением в состав хорошо растворимого гидролизата рисового белка [22].

Косвенно о степени гидролиза можно судить по среднему размеру частиц в БГ. Полученные результаты оценки среднего размера частиц в гидролизатах перед фильтрацией через мембранный фильтр диаметром пор 0,45 мкм (Рисунок 2) согласуются с установленными значениями жироэмульгирующей способности для разных видов БГ.

 

Рисунок 2. Средний гидродинамический диаметр частиц (различие в средних значениях для образцов с различной надстрочной буквой статистически достоверно (p < 0,05))

Figure 2. Average hydrodynamic diameter of particles (difference in mean values for the samples with the different letter is statistically significant (p < 0.05))

 

Присутствующие в гидролизатах, полученных микробной ферментацией, продукты гидролиза характеризуются меньшим гидродинамическим диаметром (на 34,6–45,2%) по сравнению с контрольным гидролизатом. Частицы с меньшим диаметром способны более эффективно встраиваться в матрицу биокомпозитов.

Анализ молекулярной массы выявленных в гидролизатах пептидов (Рисунок 3) показал, что в основном пептиды имеют молекулярную массу до 1,5 кДа. Выявлен один пептид с максимальной молекулярной массой 2,01823 кДа — RAGGGAGAAAAAVPGGAGPGGGRAAL.

 

Рисунок 3. Количественное распределение выявленных в БГ пептидов, сгруппированных по молекулярной массе

Figure 3. Quantitative distribution of peptides revealed in protein hydrolysates grouped by molecular weight

 

Больше всего пептидов оказалось в БГ-Б (319), меньше всего — в БГ-П (285). Анализ распределения пептидов по фракциям показал, что на долю пептидов с молекулярной массой до 0,5 кДа приходится от 26,3% у БГ-Б до 26,9% у БГ-А по отношению к общему количеству обнаруженных пептидов в данных гидролизатах. Наиболее весомой оказалась фракция пептидов с молекулярной массой от 0,5 до 1,0 кДа — от 49,5% у БГ-П до 52,3% у БГ-К

Результаты оценки антиоксидантного потенциала БГ как активного компонента биоактивных пленочных покрытий представлены в Таблице 3.

 

Таблица 3. Антиоксидантные свойства БГ

Table 3. Antioxidant properties of protein hydrolysates

Образец БГ	АОС, мг-экв. аскорбиновой кислоты/г	IC50 мг/мл	DPPH, %
БГ-К	4,462 ± 0,020c	2,994 ± 0,015a	66,7 ± 0,50b
БГ-П	5,784 ± 0,022a	1,597 ± 0,010b	68,1 ± 0,26b
БГ-Б	4,271 ± 0,015d	1,363 ± 0,008d	76,5 ± 0,41a
БГ-А	4,813 ± 0,011b	1,426 ± 0,009c	67,4 ± 0,18b

Примечание: значения представляют собой средние значения ± стандартное отклонение от среднего значения для группы n = 5. Средние значения в строке без общей надстрочной буквы различаются (p < 0,05) по данным однофакторного дисперсионного анализа и теста Тьюки.

 

Результаты определения антиоксидантных свойств БГ показали, что белковые гидролизаты, полученные ферментацией, обладают высокими значениями антирадикальной активности по сравнению с гидролизатами, полученными без внесения бактерий. Так, способность гидролизатов ингибировать радикалы DPPH достоверно возросла на 14,7% (p < 0,05) при ферментации бифидобактериями по сравнению с контролем, при этом для других опытных образцов БГ не было существенных различий в значениях антирадикальной активности по сравнению с контрольным образцом.

Однако антиоксидантная способность оказалась на 29,6% (p < 0,05) выше у образцов БГ, полученных ферментацией пропионовокислыми бактериями, по сравнению с контролем, и на 20,2–35,3% (p < 0,05) выше относительно остальных опытных образцов гидролизатов.

Выявленные закономерности связаны с различиями в работе ферментативной системы разных видов бактерий в данном субстрате. Метаболиты и пептиды, получаемые при ферментации бифидобактериями и пропионовокислыми бактериями, более эффективны в ингибировании свободных радикалов и перекисного окисления липидов.

Доказанная активность позволит сформировать выраженные антиоксидантные свойства биоразлагаемых пленок. Так, например, при исследовании белковых гидролизатов семян хлопчатника была доказана их высокая антиоксидантная активность и установлен потенциал использования в составе пленок и покрытий [32].

Значения антирадикальной активности DPPH, выявленные другими авторами, существенно отличаются, что, видимо, связано с использованием различных видов сырья для получения гидролизатов и с проведением ферментации разными видами ферментных препаратов: для экстракта ферментированной утиной печени в концентрации 1,0 мг/мл данный показатель установлен на уровне 60,57% [33]; более низкие значения выявлены для гидролизатов утиной печени [34] и для рыбных гидролизатов в концентрации 5 мг/мл — 44,54% [35].

При этом в литературе также отмечено положительное влияние введения БГ на антиоксидантные свойства упаковочных материалов; установлено, что альгинатные пленки с гидролизатом белков семян хлопчатника обладают не только высокой антирадикальной и антиокислительной способностью, но и ингибирующим эффектом против патогенных микроорганизмов [32].

В Таблице 4 представлена информация о разработках упаковочных материалов на основе белковых гидролизатов и изолятов с обозначением их влияния на различные свойства пленок.

 

Таблица 4. Разработки биоактивных пленочных материалов с активными белковыми компонентами

Table 4. Results of the development of bioactive film materials with active protein components

Белковый компонент пленки	Установленные биоактивные свойства	Источник
Гидролизат рапсового белка	При увеличении степени гидролиза рапсовый белок придавал композитным пленкам на основе хитозана более высокую плотность и прочность на разрыв. Компонент обладает высокой антимикробной активностью.	[36]
Гидролизат белка рыбы (ГБР)	Присутствие ГБР увеличивало растворимость в воде, паропроницаемость, удлинение при разрыве и пожелтение пленок. Филе, покрытое пленками с ГБР, содержало более низкие значения общего количества летучих оснований и pH и значительно замедляло рост микроорганизмов, продуцирующих сероводород	[37]
Гидролизат желатина из кожи карпа	Улучшение механических свойств пленок, получение антимикробных и антиоксидантных свойств	[38]
Гидролизат белка каракатицы	Более высокие свойства УФ-барьера. Снизилось удлинение на разрыв и прочность на растяжение, а также гидрофобность; повысилась антиоксидантная активность по сравнению с желатиновой пленкой	[39]
Белковый гидролизат семян хлопчатника	Введение БГ увеличило толщину и паропроницаемость альгинатной пленки. Повысилось содержание фенолов и антиоксидантная активность	[32]
Гидролизат соевого белка	Высокая антиоксидантная и противомикробная активность. Пленка обогащена биоактивной гамма-аминомасляной кислотой. Высокая прочность на растяжение и удлинение при разрыве в сочетании с более гладкой, компактной и однородной поверхностью с меньшим количеством пор и трещин	[21]
Гидролизат бычьей плазмы (ГБП)	При добавлении ГБП снижался предел прочности, модуль упругости и температура стеклования пленок, а также увеличивалось разрывное удлинение и паропроницаемость. Гидролизат оказал пластифицирующее действие на свойства пленки. Также установлены высокие антиоксидантные свойства	[40]

 

Представленная в Таблице 4 информация подтверждает потенциал белковых гидролизатов из сырья как животного, так и растительного происхождения, в качестве антимикробного и антиоксидантного компонента биоразлагаемых активных пленок, который позволит увеличивать сроки хранения продуктов питания, замедляя окислительную порчу и рост микроорганизмов. Также отмечено положительное влияние белковых компонентов на другие важные характеристики пленок.

Таким образом, результаты исследований показали высокий потенциал БГ как активных компонентов биоактивных пленочных покрытий, что также согласуется с результатами исследований других авторов.

4. Выводы

Результаты проведенных исследований показали, что белковые гидролизаты из желудков цыплят-бройлеров, полученные ферментацией в сыворотке с добавлением пропионовокислых, бифидобактерий и ацидофильной палочки, обладают высоким антиоксидантным потенциалом и оптимальными технологическими свойствами.

Благодаря этим свойствам белковые гидролизаты могут являться функциональным компонентом биоактивных пленочных покрытий для продуктов питания.

Использованные виды бактерий оказали различное воздействие на процесс ферментации. В результате полученные белковые гидролизаты значительно отличались по технологическим показателям и антиоксидантным свойствам. Эти различия определяют технологию введения их в состав биокомпозита, а также определяют возможности и области применения полученных упаковочных материалов.

About the authors

O. V. Zinina

South Ural State University (National Research University)

Author for correspondence.
Email: zininaov@susu.ru
ORCID iD: 0000-0003-4817-1645

Candidate of Agricultural Sciences, Docent, Department of “Food and Biotechnology”

Russian Federation, Chelyabinsk

S. P. Merenkova

South Ural State University (National Research University)

Email: merenkovasp@susu.ru
ORCID iD: 0000-0002-8795-1065

Candidate of Veterinary Sciences, Docent, Department of “Food and Biotechnology”

Russian Federation, Chelyabinsk

M. B. Rebezov

Federal Research Center for Food Systems

Email: rebezov@yandex.ru
ORCID iD: 0000-0003-0857-5143

Doctor of Agricultural Sciences, Professor, Leading Researcher

Russian Federation, Moscow

E. А. Vishnyakova

South Ural State University (National Research University)

Email: l_vishny@mail.ru
ORCID iD: 0000-0002-8557-9239

Student, Laboratory Assistant, Department of Scientific and Innovative Activities

Russian Federation, Chelyabinsk

References

Supplementary files